Влияние условий культивирования на продуцирование ксиланазы и рост бактерий Paenibacillus mucilaginosus

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Ксиланаза – фермент, гидролизующий β-1,4-связи в ксиланах. Этот фермент используется для получения из отходов агропромышленного комплекса гидролизата ксилоолигосахаридов с целью улучшения энергетической ценности и повышения усвояемости кормов для животных, обработки пищевых продуктов, утилизации и ускорения разложения поживных остатков в почве, а также в технологии отбелки целлюлозы и других областях. В настоящее время представляет интерес использование возобновляемых ресурсов, в частности, отходов сельскохозяйственного производства, в качестве субстрата вместо дорогого очищенного ксилана для скрининга продуцентов и выделения ксиланаз. Целью настоящей работы являлось определение влияния условий культивирования бактерий Paenibacillus mucilaginosus на продуцирование ксиланаз. В качестве источника углерода использовали ферментолизат рисовой шелухи, ксилан, выделенный из березы и бука. Изучено влияние температуры, рН среды, факторов корректировки рН среды, продолжительности инкубации инокулята, источ-ников углерода и азота, и также их концентраций на биосинтез ксиланаз и рост штамма 560 P. mucilaginosus. Установлено, что для биосинтеза кисланазы культивирование штамма 560 P. mucilaginosus перспективно и экономически целесообразно проводить на питательной среде, приготовленной на основе ферментолизата рисовой шелухи. Присутствующие в составе ферментолизата рисовой шелухи индукторы улучшают биосинтез ксиланаз. Показано положительное влияние ионов кальция на биосинтез ксиланаз у рассматриваемого штамма. Рекомендуемые условия культивирования: концентрация источника углерода в питательной среде по общему количеству РВ – 0,5%; в качестве источника азота целесообразно использовать 0,2% карбамид; при корректировке рН среды до 6,0±0,2 необходим гидроксид кальция; температура культивирования бактерий – 30±1 °С. В указанных условиях культивирования P. mucilaginosus не требуется предварительного приготовления посевного материала, а максимальная активность синтезируемой ксиланазы в стационарной фазе роста бактерий достигает значения 20 ед./мл.

Об авторах

Т. З. Ха

Казанский национальный исследовательский технологический университет (КНИТУ)

Email: coldwind.91@mail.ru

А. В. Канарский

Казанский национальный исследовательский технологический университет (КНИТУ)

Email: alb46@mail.ru

З. А. Канарская

Казанский национальный исследовательский технологический университет (КНИТУ)

Email: zosya_kanarskaya@mail.ru

А. В. Щербаков

ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии (ВНИИСХМ)

Email: microbe-club@inbox.ru

Е. Н. Щербакова

ВНИИ сельскохозяйственной микробиологии (ВНИИСХМ)

Email: alonagonchar@mail.ru

А. В. Пранович

Або Академия

Email: apranovi@abo.fi

Список литературы

  1. Collins T., Gerday C., Feller G. Xylanases, xylanase families and extremophilic xylanases // FEMS Microbiology Reviews. 2005. Vol. 29. Issue 1. P. 3–23. https://doi.org/10.1016/j.femsre.2004.06.005
  2. Sedlmeyer F.B. Xylan as a by-product of biorefineries: characteristics and potential use for food applications // Food Hydrocolloids. 2014. Vol. 25. Issue 8. P. 1891–1898. https://doi.org/10.1016/J.FOODHYD.2011.04.005
  3. Shanthi V., Roymon M.G. Isolation and screening of alkaline thermostable xylanase producing bacteria from soil in Bhilai Durg region of Chhattisgarh, India // International Journal of Current Microbiology and Applied Sciences. 2014. Vol. 3. Issue 8. P. 303–311.
  4. Habibi Y., Vignon M.R. Isolation and characterization of xylans from seed pericarp of Argania spinosa fruit // Carbohydrate Research. 2005. Vol. 340. Issue 7. P. 1431–1436. https://doi.org/10.1016/j.carres.2005.01.039
  5. Singh S., Madlala A.M., Prior B.A. Thermomyces lanuginosus: properties of strains and their hemicellulases // FEMS Microbiology Reviews. 2003. Vol. 27. Issue 1. Р. 3–16. https://doi.org/10.1016/S0168-6445(03)00018-4
  6. Kulkarni N., Shendye A., Rao M. Molecular and biotechnological aspects of xylanases // FEMS Microbiology reviews. 1999. Vol. 23. Issue 4. Р. 411–456. https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.1999.tb00407.x
  7. Фенгел Д., Вегенер Г. Древесина. Химия. Ультраструктура. Реакции / пер. с англ. А.В. Оболенской, З.П. Ельницкой; под ред. А.А. Леоновича. М.: Лесная промышленность, 1988. 511 с.
  8. Chanda S.K., Hirst E.L., Jones J.K.N., Percival E.G.V. 262. The constitution of xylan from esparto grass (Stipa tenacissima, L.) // Journal of the Chemical Society (Resumed). 1950. Р. 1289–1297. https://doi.org/10.1039/JR9500001289
  9. Eda S., Ohnishi A., Katō K. Xylan isolated from the stalk of Nicotiana tabacum // Agricultural and Biological Chemistry. 1976. Vol. 40. Issue 2. Р. 359–364.
  10. Barry V.C., Dillon T. Occurrence of xylans in marine algae // Nature. 1940. Vol. 146. Issue 3706. Р. 620–620. https://doi.org/10.1038/146620a0
  11. Percival E.G.V., Chanda S.K. The xylan of Rhodymenia palmate // Nature. 1950. Vol. 166. Issue 4227. Р. 787–788. https://doi.org/10.1038/166787b0
  12. Kaur A., Singh A., Patra A.K., Mahajan R. Cost-effective scouring of flax fibers using cellulase-free xylano-pectinolytic synergism from a bacterial isolate // Journal of Cleaner Production. 2016. Vol. 131. Р. 107–111. https://doi.org/10.1016/j.jclepro.2016.05.069
  13. Akin D.E. Plant cell wall aromatics: influence on degradation of biomass // Biofuels, Bioproducts and Biorefining. 2008. Vol. 2. Р. 288–303. https://doi.org/10.1002/bbb.76
  14. Kaur A., Mahajan R., Singh A., Garg G., Sharma J. A novel and cost effective methodology for qualitative screening of alkalothermophilic cellulase free xylano-pectinolytic microorganisms using agricultural wastes // World Journal of Microbiology and Biotechnology. 2011. Vol. 27. Р. 459–463. https://doi.org/10.1007/s11274-010-0457-9
  15. Subramaniyan S., Prema P. Biotechnology of microbial xylanases: Enzymology, molecular biology and application // Critical Reviews in Biotechnology. 2002. Vol. 22. Issue 1. Р. 33–64. https://doi.org/10.1080/07388550290789450
  16. Velázquez E., de Miguel T., Poza M., Rivas R., Rosselló-Mora R., Villa T.G. Paenibacillus favisporus sp. nov., a xylanolytic bacterium isolated from cow faeces // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2004. Vol. 54. Issue 1. Р. 59–64. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02709-0
  17. Rivas R., Mateos P.F., Martínez-Molina E., Velázquez E. Paenibacillus phyllosphaerae sp. nov., a xylanolytic bacterium isolated from the phyllosphere of Phoenix dactylifera // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2005. Vol. 55. Issue 2. Р. 743–746. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63323-0
  18. Sánchez M.M., Fritze D., Blanco A., Spröer C., Tindall B.J., Schumann P., et al. Paenibacillus barcinonensis sp. nov., a xylanase-producing bacterium isolated from a rice field in the Ebro River delta // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2005. Vol. 55. Issue 2. Р. 935–939. https://doi.org/10.1099/ijs.0.63383-0
  19. Ten L.N., Baek S.H., Im W.T., Lee M., Oh H.W., Lee S.T. Paenibacillus panacisoli sp. nov., a xylanolytic bacterium isolated from soil in a ginseng field in South Korea // International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2006. Vol. 56. Issue 11. Р. 2677–2681. http://doi.org/10.1099/ijs.0.64405-0
  20. Пат. № 2662931, Российская Федерация, C12N 1/20, C12N 9/00. Биологическая основа микробной кормовой добавки / Г.Ф. Рафикова, Логинова Е.В., Мелентьева А.И., Логинов О.Н.; заявл.22.02.2017; опубл. 31.07.2018.
  21. Li X., Yang S.H., Yu X.C., Jin Z.X., Li W.D., Li L., et al. Construction of transgenic Bacillus mucilaginosus strain with improved phytase secretion // Journal of Applied Microbiology. 2005. Vol. 99. Issue 4. Р. 878–884. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2005.02683.x
  22. Von Schoultz S., AB BLN-WOODS LTD. Method for extracting biomass. U.S. Patent Application. 14/413,409. 2015. https://doi.org/10.1080/00031305.1999.10474445
  23. Czitrom V. One-factor-at-a-time versus designed experiments // The American Statistician. 1999. Vol. 53. Issue 2. Р. 126–131.
  24. Maier R.M. Environmental microbiology (second edition). Chapter 3. Bacterial Growth. Elsevier Inc. 2009. Р. 37–54. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-370519-8.00003-1
  25. Bailey M., Biely P., Poutanen K. Interlaboratory testing of methods for assay of xylanase activity // Journal of Biotechnology. 1992. Vol. 23. Issue 3. Р. 257–270. https://doi.org/10.1016/0168-1656(92)90074-J
  26. Морозова Ю.А., Скворцов Е.В., Алимова Ф.К., Канарский А.В. Биосинтез ксиланаз и целлюлаз грибами рода Trichoderma на послеспиртовой барде // Вестник Казанского технологического университета. 2012. Vol. 15. N 19. Р. 120– 122.
  27. Dias F.E, Okrend H., Dondero N.C. Growthpromoting activity of spent sulfite liquor for Sphaerotilus natans growing in a continuous-flow apparatus // Applied Microbiology. 1968. Vol. 16. Issue 2. Р. 276–278. https://doi.org/10.1128/aem.16.2.276-278.1968
  28. Patrauchan M.A., Sarkisova S., Sauer K., Franklin M.J. Calcium influences cellular and extracellular product formation during biofilm-associated growth of a marine Pseudoalteromonas sp. // Microbiology. 2005. Vol. 151. Issue 9. Р. 2885–2897. https://doi.org/10.1099/mic.0.28041-0
  29. Lamed R., Setiter E., Bayer E.A. Characterization of a cellulose-binding, cellulase-containing complex in Clostridium thermocellum // Journal of Bacteriology. 1983. Vol. 156. Issue 2. P. 828–836. https://doi.org/10.1128/JB.156.2.828-836.1983
  30. Grepinet O., Chebrou M.C., Beguin P. Nucleotide sequence and deletion analysis of the xylanase gene (xynZ) of Clostridium thermocellum // Journal of Bacteriology. 1988. Vol. 170. Issue 10. Р. 4582–4588. https://doi.org/10.1128/jb.170.10.4582-4588.1988
  31. Ratanakhanokchai K., Kyu K.L., Tanticharoen M. Purification and properties of a xylan-binding endoxylanase from alkaliphilic Bacillus sp. strain K-1 // Applied and Environmental Microbiology. 1999. Vol. 65. Issue 2. Р. 694–697. https://doi.org/10.1128/AEM.65.2.694-697.1999
  32. Howieson J.G., Robson A.D., Abbott L.K. Calcium modifies pH effects on acid-tolerant and acidsensitive strains of Rhizobium meliloti // Australian Journal of Agricultural Research. 1992. Vol. 43. Issue 3. Р. 765–772. https://doi.org/10.1071/AR9920765
  33. Haltrich D., Nidetzky B., Kulbe K.D., Steiner W., Župančič S. Production of fungal xylanases // Bioresource Technology. 1996. Vol. 58. Issue 2. Р. 137–161. https://doi.org/10.1016/S0960-8524(96)00094-6
  34. Kulkarni N., Shendye A., Rao M. Molecular and biotechnological aspects of xylanases // FEMS Microbiology Reviews. 1999. Vol. 23. Issue 4. Р. 411–456. https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.1999.tb00407.x
  35. Ko C.-H., Lin Z.-P., Tu J., Tsai C.-H., Liu C.-C., Chen H.-T., et al. Xylanase production by Paenibacillus campinasensis BL11 and its pretreatment of hardwood kraft pulp bleaching // International Biodeterioration & Biodegradation. 2010. Vol. 64. Issue 1. Р. 13–19. https://doi.org/10.1016/j.ibiod.2009.10.001

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать


Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).