Оптимизация и валидация количественного метода оценки реактивности Т-клеток памяти человека к антигенам вируса SARS-CoV-2 с использованием проточной цитометрии

Аннотация

Адекватный и репрезентативный мониторинг популяционного иммунитета к вирусу COVID-19, включая долгосрочное влияние на переболевших и вакцинированных людей, должен включать не только исследование гуморального, но также и Т-клеточного иммунного ответа. При этом важную информацию может дать не только способность клеток активироваться в ответ на специфический антиген, но и определение фенотипа реактивных клеток. Для этого нами разработан метод проточной цитометрии для оценки содержания антиген-реактивных Т-клеток, продуцирующих внутриклеточный IFNγ под воздействием на мононуклеарные клетки периферической крови (МКПК) человека антигенов вируса SARS-CoV-2, и проведена его валидация. Валидационные испытания методики проводили по следующим характеристикам: чувствительность, специфичность, прецизионность и робастность. Валидационные испытания методики по характеристикам «чувствительность» и «специфичность» проводили, исследуя положительные образцы доноров, переболевших COVID-19, с диагнозом, верифицированным лабораторными методами, и отрицательные образцы, отобранные от доноров с отрицательным анамнезом, не контактировавших с больными COVID-19, с отсутствием антител к антигенам SARS-CoV-2. Из крови доноров выделяли мононуклеарные клетки периферической крови методом центрифугирования в градиенте плотности фиколла и стимулировали специфические Т-клетки пептидами, соответствующими основным белковым антигенам коронавируса SARS-CoV-2 — пептиды S-белка и пептиды белков N, M, ORF3a и ORF7a. Учитывали данные на проточном цитометре, выделяя Т-клетки, продуцирующие IFNγ, и проводили статистический анализ полученных результатов. Значения площади, ограниченной ROC-кривой и осью ложноположительных классификаций (AUC) для популяций CD4 и CD8, составило от 0,97 до 1,00. Методика показала приемлемую сходимость и внутрилабораторную прецизионность, поскольку коэффициенты вариации для всех образцов МКПК не превышали 20%. Была подтверждена робастность при использовании МКПК в свежеприготовленном виде и после цикла заморозки/разморозки. По итогам валидации установлены границы определения позитивного и негативного отклика: для CD4-позитивных Т-клеток — 0,029%, для CD8-позитивных Т-клеток — 0,064–0,068%, а также критерии приемлемости для показателей отклика положительного и отрицательного контрольных антигенов. Таким образом подтверждена пригодность методики «Оценка антиген-реактивных Т-клеток, продуцирующих внутриклеточный IFNγ под воздействием на мононуклеарные клетки периферической крови человека антигенов вируса SARS-CoV-2, методом проточной цитометрии» для получения достоверных результатов при определении содержания внутриклеточного IFNγ в МКПК. Методику использовали при характеризации стандартных контрольных образцов для внутреннего контроля качества наборов ТиграТест® SARS-CoV-2.

Об авторах

Ольга Михайловна Стрижакова

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: Strizhakova@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0003-0023-0028

кандидат в. наук, научный сотрудник лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Андрей Сергеевич Першин

АО «ГЕНЕРИУМ»

Автор, ответственный за переписку.
Email: aspershin@generium.ru
ORCID iD: 0000-0002-5099-3050
SPIN-код: 7558-3934

кандидат в. наук, научный сотрудник лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Александр Александрович Казаров

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: kazarov@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0003-0682-6113

старший научный сотрудник лаборатории иммунохимии Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Иван Владимирович Лягоскин

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: lyagoskin@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0002-9058-1106

кандидат биологических наук, руководитель отдела аналитических методов департамента фармацевтического анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Яна Александровна Бахарева

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: yabahareva@generium.ru

химик лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Александр Павлович Васильев

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: vasilev@ibcgenerium.ru

младший научный сотрудник лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Юлия Александровна Никонова

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: yanikonova@ibcgenerium.ru

научный сотрудник лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Ирина Юрьевна Егорова

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: iyegorova@generium.ru
ORCID iD: 0000-0001-7996-9321

руководитель группы диагностических тест-систем Отдела молекулярной диагностики Департамента Фармацевтического Анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Рахим Рахманкулыевич Шукуров

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: Shukurov@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0002-6532-7835

кандидат биологических наук, директор департамента фармацевтического анализа

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Равиль Авгатович Хамитов

АО «ГЕНЕРИУМ»

Email: Khamitov@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0002-1314-894X

доктор медицинских наук, профессор, вице-президент по исследованиям и разработкам

Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская область

Список литературы

  1. ГОСТ Р 5302.3-2008. Национальный стандарт Российской Федерации. Технологии лабораторные клинические. Требования к качеству клинических лабораторных исследований. Часть 3. Правила оценки клинической информативности лабораторных тестов. [State Standard Р 5302.3-2008. Clinical laboratory technologies. Requirements for quality of clinical laboratory tests. Part 3. Assessment of laboratory tests clinical significance (In Russ.)]
  2. Потеряев Д.А., Аббасова C.Г., Игнатьева П.Е., Стрижакова О.М., Колесник С.В., Хамитов Р.А. Оценка Т-клеточного иммунитета к SARS-CoV-2 у переболевших и вакцинированных против COVID-19 лиц с помощью ELISPOT набора ТиграТест® SARS-CoV-2 // БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2021. Т. 21, № 3. С. 178–192. [Poteryaev D.A., Abbasova S.G., Ignatyeva P.E., Strizhakova O.M., Kolesnik S.V., Khamitov R.A. Assessment of T-cell immunity to SARS-CoV-2 in COVID-19 convalescents and vaccinated subjects, using TigraTest® SARS-CoV-2 ELISPOT kit. BIOpreparaty. Profilaktika, diagnostika, lechenie = BIOpreparations. Prevention, Diagnosis, Treatment, 2021, vol. 21, no. 3, pp. 178–192. (In Russ.)] doi: 10.30895/2221-996X-2021-21-3-178-192
  3. РМГ 61-2010. Рекомендации по межгосударственной стандартизации. Государственная система обеспечения единства измерений. Показатели точности, правильности, прецизионности методик количественного химического анализа. Методы оценки. Москва, 2013. [State system for ensuring the uniformity of measurements. Accuracy, trueness and precision measures of the procedures for quantitative chemical analysis. Methods of evaluation. Moscow, 2013. (In Russ.)]
  4. Barnett D., Louzao R., Gambell P., De J., Oldaker T., Hanson C.A., ICSH/ICCS Working Group. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS — part IV — postanalytic considerations. Cytometry B Clin. Cytom., 2013, vol. 84, pp. 309–314. doi: 10.1002/cyto.b.21107
  5. Bert N.L., Tan A.T., Kunasegaran K., Tham C.Y.L., Hafezi M., Chia A., Chng M., Lin M., Tan N., Linster M., Chia W.N., Chen M.I.-C., Wang L.-F., Ooi E.E., Kalimuddin S., Tambyah P.A., Low J.G.-H., Tan Y.-J., Bertoletti A. SARS-CoV-2-specific T cell immunity in cases of COVID-19 and SARS, and uninfected controls. Nature, 2020, vol. 584, pp. 457–462. doi: 10.1038/s41586-020-2550-z
  6. Beveridge N.E.R., Price D.A., Casazza J.P., Pathan A.A., Sander C.R., Asher T.E., Ambrozak D.R., Precopio M.L., Scheinberg P., Alder N.C., Roederer M., Koup R.A., Douek D.C., Hill A.V., McShane H. Immunisation with BCG and recombinant MVA85A induces long-lasting, polyfunctional Mycobacterium tuberculosis-specific CD4+ memory T lymphocyte populations. Eur. J. Immunol., 2007, vol. 37, pp. 3089–3100. doi: 10.1002/eji.200737504
  7. Braun J., Loyal L., Frentsch M., Wendisch D., Georg P., Kurth F., Hippenstiel S., Dingeldey M., Kruse B., Fauchere F., Baysal E., Mangold M., Henze L., Lauster R., Mall M.A., Beyer K., Röhmel J., Voigt S., Schmitz J., Miltenyi S., Demuth I., Müller M.A., Hocke A., Witzenrath M., Suttorp N., Kern F., Reimer U., Wenschuh H., Drosten C., Corman V.M., Giesecke-Thiel C., Sander L.E., Thiel A. SARS-CoV-2-reactive T cells in healthy donors and patients with COVID-19. Nature, 2020, vol. 587, pp. 270–274. doi: 10.1038/s41586-020-2598-9
  8. Britten C.M., Janetzki S., Butterfield L.H., Ferrari G., Gouttefangeas C., Huber C., Kalos M., Levitsky H.I., Maecker H.T., Melief C.J.M., O’Donnell-Tormey J., Odunsi K., Old L.J., Ottenhoff T.H.M., Ottensmeier C., Pawelec G., Roederer M., Roep B.O., Romero P., Van der Burg S.H., Walter S., Hoos A., Davis M.M. T cell assays and MIATA: the essential minimum for maximum impact. Immunity, 2012, vol. 37, no. 1, pp. 1–2. doi: 10.1016/j.immuni.2012.07.010
  9. Chen J., Liu X., Zhang X., Lin Y., Liu D., Xun J., Wang Z., Gu L., Li Q., Yin D., Yang J., Lu H. Decline in neutralising antibody responses, but sustained T cell immunity, in COVID-19 patients at 7 months post-infection. Clin. Transl. Immunol., 2021, vol. 10, no. 7: e1319. doi: 10.1002/cti2.1319
  10. Darrah P.A., Patel D.T., De Luca P.M., Lindsay R.W.B., Davey D.F., Flynn B.J., Hoff S.T., Andersen P., Reed S.G., Morris S.L., Roederer M., Seder R.A. Multifunctional TH1 cells define a correlate of vaccine-mediated protection against Leishmania major. Nat. Med., 2007, vol. 13, no. 7, pp. 843–850. doi: 10.1038/nm1592
  11. Davis B.H., Dasgupta A., Kussick S., Han J.Y., Estrellado A., Group I.I.W. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS — part II — preanalytical issues. Cytometry Part B (Clinical Cytometry), 2013, vol. 84, no. 5, pp. 286–290. doi: 10.1002/cyto.b.21105
  12. Diniz M.O., Mitsi E., Swadling L., Rylance J., Johnson M., Goldblatt D., Ferreira D., Maini M.K. Airway-resident T cells from unexposed individuals cross-recognize SARS-CoV-2. Nat. Immunol., 2022, vol. 23, no. 9, pp. 1324–1329. doi: 10.1038/s41590-022-01292-1
  13. Guo L., Wang G., Wang Y., Zhang Q., Ren L., Gu X., Huang T., Zhong J., Wang Y., Wang X., Huang L., Xu L., Wang C., Chen L., Xiao X., Peng Y., Knight J.C., Dong T., Cao B., Wang J. SARS-CoV-2-specific antibody and T-cell responses 1 year after infection in people recovered from COVID-19: a longitudinal cohort study. Lancet, 2022, vol. 3, no. 5, pp. 348–356. doi: 10.1016/S2666-5247(22)00036-2
  14. Kundu, R., Narean, J.S., Wang, L. Fenn J., Pillay T., Fernandez N.D., Conibear E., Koycheva A., Davies M., Tolosa-Wright M., Hakki S., Varro R., McDermott E., Hammett S., Cutajar J., Thwaites R.S., Parker E., Rosadas C., McClure M., Tedder R., Taylor G.P., Dunning J., Lalvani A. Cross-reactive memory T cells associate with protection against SARS-CoV-2 infection in COVID-19 contacts. Nat. Commun., 2022, vol. 13, no. 1: 80. doi: 10.1038/s41467-021-27674-x
  15. Liu A.Y., De Rosa S.C., Guthrie B.L., Choi R.Y., Kerubo-Bosire R., Richardson B.A., Kiarie J., Farquhar C., Lohman-Payne B. High background in ELISpot assays is associated with elevated levels of immune activation in HIV-1-seronegative individuals in Nairobi. Immun. Inflamm. Dis., 2018, vol. 6, no. 3, pp. 392–401. doi: 10.1002/iid3.231
  16. Maecker H.T., Rinfret A., D’Souza P., Darden J., Roig E., Landry C., Hayes P., Birungi J., Anzala O., Garcia M., Harari A., Frank I., Baydo R., Baker M., Holbrook J., Ottinger J., Lamoreaux L., Epling C.L., Sinclair E., Suni M.A., Punt K., Calarota S., El-Bahi S., Alter G., Maila H., Kuta E., Cox J., Gray C., Altfeld M., Nougarede N., Boyer J., Tussey L., Tobery T., Bredt B., Roederer M., Koup R., Maino V.C., Weinhold K., Pantaleo G., Gilmour J., Horton H., Sekaly R.P. Standardization of cytokine flow cytometry assays. BMC Immunol., 2005, vol. 6: 13. doi: 10.1186/1471-2172-6-13
  17. Mateus J., Grifoni A., Tarke A., Sidney J., Ramirez S.I., Dan J.M., Burger Z.C., Rawlings S.A., Smith D.M., Phillips E., Mallal S., Lammers M., Rubiro P., Quiambao L., Sutherland A., Yu E.D., da Silva Antunes R., Greenbaum J., Frazier A., Markmann A.J., Premkumar L., de Silva A., Peters B., Crotty S., Sette A., Weiskopf D. Selective and cross-reactive SARS-CoV-2 T cell epitopes in unexposed humans. Science, 2020, vol. 370, no. 6512, pp. 89–94. doi: 10.1126/science.abd3871
  18. Moderbacher C.R., Grifoni A., Weiskopf D., Ramirez S.I., Mateus J., Dan J.M., , Rawlings S.A., Sutherland A., Premkumar L., Jadi R.S., Marrama D., Aravinda de Silva M., Frazier A., Carlin A.F., Greenbaum J.A., Peters B., Krammer F., Smith D.M., Crotty S., Sette A. Targets of T cell responses to SARS-CoV-2 coronavirus in humans with COVID-19 disease and unexposed individuals. Cell, 2020, vol. 181, no. 7, pp. 1489–1501.e15. doi: 10.1016/j.cell.2020.05.015
  19. Nelde A., Bilich T., Heitmann J.S., Maringer Y., Salih H.R., Roerden M., Lübke M., Bauer J., Rieth J., Wacker M., Peter A., Hörber S., Traenkle B., Kaiser P.D., Rothbauer U., Becker M., Junker D., Krause G., Strengert M., Schneiderhan-Marra N., Templin M.F., Joos T.O., Kowalewski D.J., Stos-Zweifel V., Fehr M., Rabsteyn A., Mirakaj V., Karbach J., Jäger E., Graf M., Gruber L.C., Rachfalski D., Preuß B., Hagelstein I., Märklin M., Bakchoul T., Gouttefangeas C., Kohlbacher O., Klein R., Stevanović S., Rammensee H.G., Walz J.S. SARS-CoV-2-derived peptides define heterologous and COVID-19-induced T cell recognition. Nat. Immunol., 2021, vol. 22, no. 1, pp. 74–85. doi: 10.1038/s41590-020-00808-x
  20. Nolan S., Vignal M., Klinger M., Dines J.N., Kaplan I.M., Svejnoha E., Craft T., Boland K., Pesesky M., Gittelman R.M., Snyder T.M., Gooley C.J., Semprini S., Cerchione C., Mazza M., Delmonte O.M., Dobbs K., Carreño-Tarragona G., Barrio S., Sambri V., Robins H.S. A large-scale database of T-cell receptor beta (TCRβ) sequences and binding associations from natural and synthetic exposure to SARS-CoV-2. Research Square, 2020. Version 1. doi: 10.21203/rs.3.rs-51964/v1
  21. Ogbe A., Kronsteiner B., Skelly D.T., Pace M., Brown A., Adland E., Adair K., Akhter H.D., Ali M., Ali S.E., Angyal A., Ansari M.A., Arancibia-Cárcamo C.V., Brown H., Chinnakannan S., Conlon C., de Lara C., de Silva T., Dold C., Dong T., Donnison T., Eyre D., Flaxman A., Fletcher H., Gardner J., Grist J.T., Hackstein C.P., Jaruthamsophon K., Jeffery K., Lambe T., Lee L., Li W., Lim N., Matthews P.C., Mentzer A.J., Moore S.C., Naisbitt D.J., Ogese M., Ogg G., Openshaw P., Pirmohamed M., Pollard A.J., Ramamurthy N., Rongkard P., Rowland-Jones S., Sampson O., Screaton G., Sette A., Stafford L., Thompson C., Thomson P.J., Thwaites R., Vieira V., Weiskopf D., Zacharopoulou P.; Oxford Immunology Network Covid-19 Response T Cell Consortium; Oxford Protective T Cell Immunology for COVID-19 (OPTIC) Clinical Team; Turtle L., Klenerman P., Goulder P., Frater J., Barnes E., Dunachie S. T cell assays differentiate clinical and subclinical SARS-CoV-2 infections from cross-reactive antiviral responses. Nat. Commun., 2021, vol. 12, no. 1: 2055. doi: 10.1038/s41467-021-21856-3
  22. O’Hara D.M., Xu Y., Liang Z., Reddy M.P., Wu D.Y., Litwin V. Recommendations for the validation of flow cytometric testing during drug development: II assays. J. Immunol. Methods, 2011, vol. 363, no. 2, pp. 120–134. doi: 10.1016/j.jim.2010.09.036
  23. Peng Y., Mentzer A.J., Liu G., Yao X., Yin Z., Dong D., Dejnirattisai W., Rostron T., Supasa P., Liu C., Lopez-Camacho C., Slon-Campos J., Zhao Y., Stuart D., Paeson G., Grimes J., Antson F., Bayfield O.W., Hawkins D.E., Ker D.S., Turtle L., Subramaniam K., Thomson P., Zhang P., Dold C., Ratcliff J., Simmonds P., de Silva T., Sopp P., Wellington D., Rajapaksa U., Chen Y.L., Salio M., Napolitani G., Paes W., Borrow P., Kessler B., Fry J.W., Schwabe N.F., Semple M.G., Baillie K.J., Moore S., Openshaw P.J., Ansari A., Dunachie S., Barnes E., Frater J., Kerr G., Goulder P., Lockett T., Levin R., Cornall R.J., Conlon C., Klenerman P., McMichael A., Screaton G., Mongkolsapaya J., Knight J.C., Ogg G., Dong T. Broad and strong memory CD4+ and CD8+ T cells induced by SARS-CoV-2 in UK convalescent individuals following COVID-19. Nat. Immunol., 2020, vol. 21, no. 11, pp. 1336–1345. doi: 10.1038/s41590-020-0782-6
  24. Sekine T., Perez-Potti A., Rivera-Ballesteros O., Strålin K., Gorin J.B., Olsson A., Llewellyn-Lacey S., Kamal H., Bogdanovic G., Muschiol S., Wullimann D.J., Kammann T., Emgård J., Parrot T., Folkesson E., Rooyackers O., Eriksson L.I., Henter J-I., Sönnerborg A., Allander T., Albert J., Nielsen M., Klingström J., Gredmark-Russ S., Björkström N.K., Sandberg J.K., Price D.A., Ljunggren H.G., Aleman S., Buggert M. Robust T cell immunity in convalescent individuals with asymptomatic or mild COVID-19. Cell, 2020, vol. 183, no. 1, pp. 158–168. doi: 10.1016/j.cell.2020.08.017
  25. Shomuradova A.S., Vagida M.S., Sheetikov S.A., Zornikova K.V., Kiryukhin D., Titov A., Peshkova I.O., Khmelevskaya A., Dianov D.V., Malasheva M., Shmelev A., Serdyuk Y., Bagaev D.V., Pivnyuk A., Shcherbinin D.S., Maleeva A.V., Shakirova N.T., Pilunov A., Malko D.B., Khamaganova E.G., Biderman B., Ivanov A.V., Shugay M., Efimov G.A. SARS-CoV-2 epitopes are recognized by a public and diverse repertoire of human T cell receptors. Immunity, 2020, vol. 53, no. 6, pp. 1245–1257. doi: 10.1016/j.immuni.2020.11.004
  26. Tan C.C.S., Owen C.J., Tham C.Y.L., Bertoletti A., van Dorp L., Balloux F. Pre-existing T cell-mediated cross-reactivity to SARS-CoV-2 cannot solely be explained by prior exposure to endemic human coronaviruses. Infect. Genet. Evol., 2021, vol. 95: 105075. doi: 10.1016/j.meegid.2021.105075
  27. Tanqri S.,Vall H., Kaplan D., Hoffman B., Purvis N., Porwit A., Hunsberger B., Shankey T.V., Group I.I.W. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS — part III — analytical issues. Cytometry B. Clin. Cytom., 2013, vol. 84, no. 5, pp. 291–308. doi: 10.1002/cyto.b.21106
  28. Weiskopf D., Schmitz K.S., Raadsen M.P., Grifoni A., Okba N.M.A., Endeman H., van den Akker J.P.C., Molenkamp R., Koopmans M.P.G., van Gorp E.C.M., Haagmans B.L., de Swart R.L., Sette A., de Vries R.D. Phenotype and kinetics of SARS-CoV-2-specific T cells in COVID-19 patients with acute respiratory distress syndrome. Sci. Immunol., 2020, vol. 5, no. 48: eabd2071. doi: 10.1126/sciimmunol.abd2071
  29. Zweig M.H., Campbell G. Receiver-operating characteristics (ROC) plots: a fundamental evaluation tool in clinical medicine. Clin. Chem., 1993, vol. 39, no. 4, pp. 561–577. doi: 10.1093/clinchem/39.4.561

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
2. Рисунок 1. Порядок выделения целевых популяций Т-клеток МПКП

Скачать (450KB)
3. Рисунок 2. Результаты определения процентного содержания продуцентов IFNγ среди CD4-позитивных (слева) и CD8-позитивных (справа) Т-клеток при исследовании образцов МКПК от иммунных (темные маркеры) и неиммунных (светлые маркеры) доноров с использованием панелей АГ1 и АГ2 антигенов вируса SARS-CoV-2

Скачать (140KB)
4. Рисунок 3. ROC-кривые, полученные при исследовании процентного содержание продуцентов IFNγ среди CD4- и CD8-позитивных Т-клеток у иммунных и неиммунных доноров с использованием панелей АГ1 и АГ2 антигенов вируса SARS-CoV-2

Скачать (250KB)

© Стрижакова О.М., Першин А.С., Казаров А.А., Лягоскин И.В., Бахарева Я.А., Васильев А.П., Никонова Ю.А., Егорова И.Ю., Шукуров Р.Р., Хамитов Р.А., 2023

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».