Оптимизация и валидация количественного метода оценки реактивности Т-клеток памяти человека к антигенам вируса SARS-CoV-2 с использованием проточной цитометрии
- Авторы: Стрижакова О.М.1, Першин А.С.1, Казаров А.А.1, Лягоскин И.В.1, Бахарева Я.А.1, Васильев А.П.1, Никонова Ю.А.1, Егорова И.Ю.1, Шукуров Р.Р.1, Хамитов Р.А.1
-
Учреждения:
- АО «ГЕНЕРИУМ»
- Выпуск: Том 13, № 4 (2023)
- Страницы: 642-652
- Раздел: ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ
- URL: https://ogarev-online.ru/2220-7619/article/view/158870
- DOI: https://doi.org/10.15789/2220-7619-OAV-2084
- ID: 158870
Цитировать
Полный текст
Аннотация
Адекватный и репрезентативный мониторинг популяционного иммунитета к вирусу COVID-19, включая долгосрочное влияние на переболевших и вакцинированных людей, должен включать не только исследование гуморального, но также и Т-клеточного иммунного ответа. При этом важную информацию может дать не только способность клеток активироваться в ответ на специфический антиген, но и определение фенотипа реактивных клеток. Для этого нами разработан метод проточной цитометрии для оценки содержания антиген-реактивных Т-клеток, продуцирующих внутриклеточный IFNγ под воздействием на мононуклеарные клетки периферической крови (МКПК) человека антигенов вируса SARS-CoV-2, и проведена его валидация. Валидационные испытания методики проводили по следующим характеристикам: чувствительность, специфичность, прецизионность и робастность. Валидационные испытания методики по характеристикам «чувствительность» и «специфичность» проводили, исследуя положительные образцы доноров, переболевших COVID-19, с диагнозом, верифицированным лабораторными методами, и отрицательные образцы, отобранные от доноров с отрицательным анамнезом, не контактировавших с больными COVID-19, с отсутствием антител к антигенам SARS-CoV-2. Из крови доноров выделяли мононуклеарные клетки периферической крови методом центрифугирования в градиенте плотности фиколла и стимулировали специфические Т-клетки пептидами, соответствующими основным белковым антигенам коронавируса SARS-CoV-2 — пептиды S-белка и пептиды белков N, M, ORF3a и ORF7a. Учитывали данные на проточном цитометре, выделяя Т-клетки, продуцирующие IFNγ, и проводили статистический анализ полученных результатов. Значения площади, ограниченной ROC-кривой и осью ложноположительных классификаций (AUC) для популяций CD4 и CD8, составило от 0,97 до 1,00. Методика показала приемлемую сходимость и внутрилабораторную прецизионность, поскольку коэффициенты вариации для всех образцов МКПК не превышали 20%. Была подтверждена робастность при использовании МКПК в свежеприготовленном виде и после цикла заморозки/разморозки. По итогам валидации установлены границы определения позитивного и негативного отклика: для CD4-позитивных Т-клеток — 0,029%, для CD8-позитивных Т-клеток — 0,064–0,068%, а также критерии приемлемости для показателей отклика положительного и отрицательного контрольных антигенов. Таким образом подтверждена пригодность методики «Оценка антиген-реактивных Т-клеток, продуцирующих внутриклеточный IFNγ под воздействием на мононуклеарные клетки периферической крови человека антигенов вируса SARS-CoV-2, методом проточной цитометрии» для получения достоверных результатов при определении содержания внутриклеточного IFNγ в МКПК. Методику использовали при характеризации стандартных контрольных образцов для внутреннего контроля качества наборов ТиграТест® SARS-CoV-2.
Полный текст
Открыть статью на сайте журналаОб авторах
Ольга Михайловна Стрижакова
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: Strizhakova@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0003-0023-0028
кандидат в. наук, научный сотрудник лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьАндрей Сергеевич Першин
АО «ГЕНЕРИУМ»
Автор, ответственный за переписку.
Email: aspershin@generium.ru
ORCID iD: 0000-0002-5099-3050
SPIN-код: 7558-3934
кандидат в. наук, научный сотрудник лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьАлександр Александрович Казаров
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: kazarov@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0003-0682-6113
старший научный сотрудник лаборатории иммунохимии Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьИван Владимирович Лягоскин
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: lyagoskin@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0002-9058-1106
кандидат биологических наук, руководитель отдела аналитических методов департамента фармацевтического анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьЯна Александровна Бахарева
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: yabahareva@generium.ru
химик лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьАлександр Павлович Васильев
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: vasilev@ibcgenerium.ru
младший научный сотрудник лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьЮлия Александровна Никонова
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: yanikonova@ibcgenerium.ru
научный сотрудник лаборатории биологических методов Отдела Аналитических методов Департамента Фармацевтического Анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьИрина Юрьевна Егорова
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: iyegorova@generium.ru
ORCID iD: 0000-0001-7996-9321
руководитель группы диагностических тест-систем Отдела молекулярной диагностики Департамента Фармацевтического Анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьРахим Рахманкулыевич Шукуров
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: Shukurov@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0002-6532-7835
кандидат биологических наук, директор департамента фармацевтического анализа
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьРавиль Авгатович Хамитов
АО «ГЕНЕРИУМ»
Email: Khamitov@ibcgenerium.ru
ORCID iD: 0000-0002-1314-894X
доктор медицинских наук, профессор, вице-президент по исследованиям и разработкам
Россия, пгт. Вольгинский, Петушинский район, Владимирская областьСписок литературы
- ГОСТ Р 5302.3-2008. Национальный стандарт Российской Федерации. Технологии лабораторные клинические. Требования к качеству клинических лабораторных исследований. Часть 3. Правила оценки клинической информативности лабораторных тестов. [State Standard Р 5302.3-2008. Clinical laboratory technologies. Requirements for quality of clinical laboratory tests. Part 3. Assessment of laboratory tests clinical significance (In Russ.)]
- Потеряев Д.А., Аббасова C.Г., Игнатьева П.Е., Стрижакова О.М., Колесник С.В., Хамитов Р.А. Оценка Т-клеточного иммунитета к SARS-CoV-2 у переболевших и вакцинированных против COVID-19 лиц с помощью ELISPOT набора ТиграТест® SARS-CoV-2 // БИОпрепараты. Профилактика, диагностика, лечение. 2021. Т. 21, № 3. С. 178–192. [Poteryaev D.A., Abbasova S.G., Ignatyeva P.E., Strizhakova O.M., Kolesnik S.V., Khamitov R.A. Assessment of T-cell immunity to SARS-CoV-2 in COVID-19 convalescents and vaccinated subjects, using TigraTest® SARS-CoV-2 ELISPOT kit. BIOpreparaty. Profilaktika, diagnostika, lechenie = BIOpreparations. Prevention, Diagnosis, Treatment, 2021, vol. 21, no. 3, pp. 178–192. (In Russ.)] doi: 10.30895/2221-996X-2021-21-3-178-192
- РМГ 61-2010. Рекомендации по межгосударственной стандартизации. Государственная система обеспечения единства измерений. Показатели точности, правильности, прецизионности методик количественного химического анализа. Методы оценки. Москва, 2013. [State system for ensuring the uniformity of measurements. Accuracy, trueness and precision measures of the procedures for quantitative chemical analysis. Methods of evaluation. Moscow, 2013. (In Russ.)]
- Barnett D., Louzao R., Gambell P., De J., Oldaker T., Hanson C.A., ICSH/ICCS Working Group. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS — part IV — postanalytic considerations. Cytometry B Clin. Cytom., 2013, vol. 84, pp. 309–314. doi: 10.1002/cyto.b.21107
- Bert N.L., Tan A.T., Kunasegaran K., Tham C.Y.L., Hafezi M., Chia A., Chng M., Lin M., Tan N., Linster M., Chia W.N., Chen M.I.-C., Wang L.-F., Ooi E.E., Kalimuddin S., Tambyah P.A., Low J.G.-H., Tan Y.-J., Bertoletti A. SARS-CoV-2-specific T cell immunity in cases of COVID-19 and SARS, and uninfected controls. Nature, 2020, vol. 584, pp. 457–462. doi: 10.1038/s41586-020-2550-z
- Beveridge N.E.R., Price D.A., Casazza J.P., Pathan A.A., Sander C.R., Asher T.E., Ambrozak D.R., Precopio M.L., Scheinberg P., Alder N.C., Roederer M., Koup R.A., Douek D.C., Hill A.V., McShane H. Immunisation with BCG and recombinant MVA85A induces long-lasting, polyfunctional Mycobacterium tuberculosis-specific CD4+ memory T lymphocyte populations. Eur. J. Immunol., 2007, vol. 37, pp. 3089–3100. doi: 10.1002/eji.200737504
- Braun J., Loyal L., Frentsch M., Wendisch D., Georg P., Kurth F., Hippenstiel S., Dingeldey M., Kruse B., Fauchere F., Baysal E., Mangold M., Henze L., Lauster R., Mall M.A., Beyer K., Röhmel J., Voigt S., Schmitz J., Miltenyi S., Demuth I., Müller M.A., Hocke A., Witzenrath M., Suttorp N., Kern F., Reimer U., Wenschuh H., Drosten C., Corman V.M., Giesecke-Thiel C., Sander L.E., Thiel A. SARS-CoV-2-reactive T cells in healthy donors and patients with COVID-19. Nature, 2020, vol. 587, pp. 270–274. doi: 10.1038/s41586-020-2598-9
- Britten C.M., Janetzki S., Butterfield L.H., Ferrari G., Gouttefangeas C., Huber C., Kalos M., Levitsky H.I., Maecker H.T., Melief C.J.M., O’Donnell-Tormey J., Odunsi K., Old L.J., Ottenhoff T.H.M., Ottensmeier C., Pawelec G., Roederer M., Roep B.O., Romero P., Van der Burg S.H., Walter S., Hoos A., Davis M.M. T cell assays and MIATA: the essential minimum for maximum impact. Immunity, 2012, vol. 37, no. 1, pp. 1–2. doi: 10.1016/j.immuni.2012.07.010
- Chen J., Liu X., Zhang X., Lin Y., Liu D., Xun J., Wang Z., Gu L., Li Q., Yin D., Yang J., Lu H. Decline in neutralising antibody responses, but sustained T cell immunity, in COVID-19 patients at 7 months post-infection. Clin. Transl. Immunol., 2021, vol. 10, no. 7: e1319. doi: 10.1002/cti2.1319
- Darrah P.A., Patel D.T., De Luca P.M., Lindsay R.W.B., Davey D.F., Flynn B.J., Hoff S.T., Andersen P., Reed S.G., Morris S.L., Roederer M., Seder R.A. Multifunctional TH1 cells define a correlate of vaccine-mediated protection against Leishmania major. Nat. Med., 2007, vol. 13, no. 7, pp. 843–850. doi: 10.1038/nm1592
- Davis B.H., Dasgupta A., Kussick S., Han J.Y., Estrellado A., Group I.I.W. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS — part II — preanalytical issues. Cytometry Part B (Clinical Cytometry), 2013, vol. 84, no. 5, pp. 286–290. doi: 10.1002/cyto.b.21105
- Diniz M.O., Mitsi E., Swadling L., Rylance J., Johnson M., Goldblatt D., Ferreira D., Maini M.K. Airway-resident T cells from unexposed individuals cross-recognize SARS-CoV-2. Nat. Immunol., 2022, vol. 23, no. 9, pp. 1324–1329. doi: 10.1038/s41590-022-01292-1
- Guo L., Wang G., Wang Y., Zhang Q., Ren L., Gu X., Huang T., Zhong J., Wang Y., Wang X., Huang L., Xu L., Wang C., Chen L., Xiao X., Peng Y., Knight J.C., Dong T., Cao B., Wang J. SARS-CoV-2-specific antibody and T-cell responses 1 year after infection in people recovered from COVID-19: a longitudinal cohort study. Lancet, 2022, vol. 3, no. 5, pp. 348–356. doi: 10.1016/S2666-5247(22)00036-2
- Kundu, R., Narean, J.S., Wang, L. Fenn J., Pillay T., Fernandez N.D., Conibear E., Koycheva A., Davies M., Tolosa-Wright M., Hakki S., Varro R., McDermott E., Hammett S., Cutajar J., Thwaites R.S., Parker E., Rosadas C., McClure M., Tedder R., Taylor G.P., Dunning J., Lalvani A. Cross-reactive memory T cells associate with protection against SARS-CoV-2 infection in COVID-19 contacts. Nat. Commun., 2022, vol. 13, no. 1: 80. doi: 10.1038/s41467-021-27674-x
- Liu A.Y., De Rosa S.C., Guthrie B.L., Choi R.Y., Kerubo-Bosire R., Richardson B.A., Kiarie J., Farquhar C., Lohman-Payne B. High background in ELISpot assays is associated with elevated levels of immune activation in HIV-1-seronegative individuals in Nairobi. Immun. Inflamm. Dis., 2018, vol. 6, no. 3, pp. 392–401. doi: 10.1002/iid3.231
- Maecker H.T., Rinfret A., D’Souza P., Darden J., Roig E., Landry C., Hayes P., Birungi J., Anzala O., Garcia M., Harari A., Frank I., Baydo R., Baker M., Holbrook J., Ottinger J., Lamoreaux L., Epling C.L., Sinclair E., Suni M.A., Punt K., Calarota S., El-Bahi S., Alter G., Maila H., Kuta E., Cox J., Gray C., Altfeld M., Nougarede N., Boyer J., Tussey L., Tobery T., Bredt B., Roederer M., Koup R., Maino V.C., Weinhold K., Pantaleo G., Gilmour J., Horton H., Sekaly R.P. Standardization of cytokine flow cytometry assays. BMC Immunol., 2005, vol. 6: 13. doi: 10.1186/1471-2172-6-13
- Mateus J., Grifoni A., Tarke A., Sidney J., Ramirez S.I., Dan J.M., Burger Z.C., Rawlings S.A., Smith D.M., Phillips E., Mallal S., Lammers M., Rubiro P., Quiambao L., Sutherland A., Yu E.D., da Silva Antunes R., Greenbaum J., Frazier A., Markmann A.J., Premkumar L., de Silva A., Peters B., Crotty S., Sette A., Weiskopf D. Selective and cross-reactive SARS-CoV-2 T cell epitopes in unexposed humans. Science, 2020, vol. 370, no. 6512, pp. 89–94. doi: 10.1126/science.abd3871
- Moderbacher C.R., Grifoni A., Weiskopf D., Ramirez S.I., Mateus J., Dan J.M., , Rawlings S.A., Sutherland A., Premkumar L., Jadi R.S., Marrama D., Aravinda de Silva M., Frazier A., Carlin A.F., Greenbaum J.A., Peters B., Krammer F., Smith D.M., Crotty S., Sette A. Targets of T cell responses to SARS-CoV-2 coronavirus in humans with COVID-19 disease and unexposed individuals. Cell, 2020, vol. 181, no. 7, pp. 1489–1501.e15. doi: 10.1016/j.cell.2020.05.015
- Nelde A., Bilich T., Heitmann J.S., Maringer Y., Salih H.R., Roerden M., Lübke M., Bauer J., Rieth J., Wacker M., Peter A., Hörber S., Traenkle B., Kaiser P.D., Rothbauer U., Becker M., Junker D., Krause G., Strengert M., Schneiderhan-Marra N., Templin M.F., Joos T.O., Kowalewski D.J., Stos-Zweifel V., Fehr M., Rabsteyn A., Mirakaj V., Karbach J., Jäger E., Graf M., Gruber L.C., Rachfalski D., Preuß B., Hagelstein I., Märklin M., Bakchoul T., Gouttefangeas C., Kohlbacher O., Klein R., Stevanović S., Rammensee H.G., Walz J.S. SARS-CoV-2-derived peptides define heterologous and COVID-19-induced T cell recognition. Nat. Immunol., 2021, vol. 22, no. 1, pp. 74–85. doi: 10.1038/s41590-020-00808-x
- Nolan S., Vignal M., Klinger M., Dines J.N., Kaplan I.M., Svejnoha E., Craft T., Boland K., Pesesky M., Gittelman R.M., Snyder T.M., Gooley C.J., Semprini S., Cerchione C., Mazza M., Delmonte O.M., Dobbs K., Carreño-Tarragona G., Barrio S., Sambri V., Robins H.S. A large-scale database of T-cell receptor beta (TCRβ) sequences and binding associations from natural and synthetic exposure to SARS-CoV-2. Research Square, 2020. Version 1. doi: 10.21203/rs.3.rs-51964/v1
- Ogbe A., Kronsteiner B., Skelly D.T., Pace M., Brown A., Adland E., Adair K., Akhter H.D., Ali M., Ali S.E., Angyal A., Ansari M.A., Arancibia-Cárcamo C.V., Brown H., Chinnakannan S., Conlon C., de Lara C., de Silva T., Dold C., Dong T., Donnison T., Eyre D., Flaxman A., Fletcher H., Gardner J., Grist J.T., Hackstein C.P., Jaruthamsophon K., Jeffery K., Lambe T., Lee L., Li W., Lim N., Matthews P.C., Mentzer A.J., Moore S.C., Naisbitt D.J., Ogese M., Ogg G., Openshaw P., Pirmohamed M., Pollard A.J., Ramamurthy N., Rongkard P., Rowland-Jones S., Sampson O., Screaton G., Sette A., Stafford L., Thompson C., Thomson P.J., Thwaites R., Vieira V., Weiskopf D., Zacharopoulou P.; Oxford Immunology Network Covid-19 Response T Cell Consortium; Oxford Protective T Cell Immunology for COVID-19 (OPTIC) Clinical Team; Turtle L., Klenerman P., Goulder P., Frater J., Barnes E., Dunachie S. T cell assays differentiate clinical and subclinical SARS-CoV-2 infections from cross-reactive antiviral responses. Nat. Commun., 2021, vol. 12, no. 1: 2055. doi: 10.1038/s41467-021-21856-3
- O’Hara D.M., Xu Y., Liang Z., Reddy M.P., Wu D.Y., Litwin V. Recommendations for the validation of flow cytometric testing during drug development: II assays. J. Immunol. Methods, 2011, vol. 363, no. 2, pp. 120–134. doi: 10.1016/j.jim.2010.09.036
- Peng Y., Mentzer A.J., Liu G., Yao X., Yin Z., Dong D., Dejnirattisai W., Rostron T., Supasa P., Liu C., Lopez-Camacho C., Slon-Campos J., Zhao Y., Stuart D., Paeson G., Grimes J., Antson F., Bayfield O.W., Hawkins D.E., Ker D.S., Turtle L., Subramaniam K., Thomson P., Zhang P., Dold C., Ratcliff J., Simmonds P., de Silva T., Sopp P., Wellington D., Rajapaksa U., Chen Y.L., Salio M., Napolitani G., Paes W., Borrow P., Kessler B., Fry J.W., Schwabe N.F., Semple M.G., Baillie K.J., Moore S., Openshaw P.J., Ansari A., Dunachie S., Barnes E., Frater J., Kerr G., Goulder P., Lockett T., Levin R., Cornall R.J., Conlon C., Klenerman P., McMichael A., Screaton G., Mongkolsapaya J., Knight J.C., Ogg G., Dong T. Broad and strong memory CD4+ and CD8+ T cells induced by SARS-CoV-2 in UK convalescent individuals following COVID-19. Nat. Immunol., 2020, vol. 21, no. 11, pp. 1336–1345. doi: 10.1038/s41590-020-0782-6
- Sekine T., Perez-Potti A., Rivera-Ballesteros O., Strålin K., Gorin J.B., Olsson A., Llewellyn-Lacey S., Kamal H., Bogdanovic G., Muschiol S., Wullimann D.J., Kammann T., Emgård J., Parrot T., Folkesson E., Rooyackers O., Eriksson L.I., Henter J-I., Sönnerborg A., Allander T., Albert J., Nielsen M., Klingström J., Gredmark-Russ S., Björkström N.K., Sandberg J.K., Price D.A., Ljunggren H.G., Aleman S., Buggert M. Robust T cell immunity in convalescent individuals with asymptomatic or mild COVID-19. Cell, 2020, vol. 183, no. 1, pp. 158–168. doi: 10.1016/j.cell.2020.08.017
- Shomuradova A.S., Vagida M.S., Sheetikov S.A., Zornikova K.V., Kiryukhin D., Titov A., Peshkova I.O., Khmelevskaya A., Dianov D.V., Malasheva M., Shmelev A., Serdyuk Y., Bagaev D.V., Pivnyuk A., Shcherbinin D.S., Maleeva A.V., Shakirova N.T., Pilunov A., Malko D.B., Khamaganova E.G., Biderman B., Ivanov A.V., Shugay M., Efimov G.A. SARS-CoV-2 epitopes are recognized by a public and diverse repertoire of human T cell receptors. Immunity, 2020, vol. 53, no. 6, pp. 1245–1257. doi: 10.1016/j.immuni.2020.11.004
- Tan C.C.S., Owen C.J., Tham C.Y.L., Bertoletti A., van Dorp L., Balloux F. Pre-existing T cell-mediated cross-reactivity to SARS-CoV-2 cannot solely be explained by prior exposure to endemic human coronaviruses. Infect. Genet. Evol., 2021, vol. 95: 105075. doi: 10.1016/j.meegid.2021.105075
- Tanqri S.,Vall H., Kaplan D., Hoffman B., Purvis N., Porwit A., Hunsberger B., Shankey T.V., Group I.I.W. Validation of cell-based fluorescence assays: practice guidelines from the ICSH and ICCS — part III — analytical issues. Cytometry B. Clin. Cytom., 2013, vol. 84, no. 5, pp. 291–308. doi: 10.1002/cyto.b.21106
- Weiskopf D., Schmitz K.S., Raadsen M.P., Grifoni A., Okba N.M.A., Endeman H., van den Akker J.P.C., Molenkamp R., Koopmans M.P.G., van Gorp E.C.M., Haagmans B.L., de Swart R.L., Sette A., de Vries R.D. Phenotype and kinetics of SARS-CoV-2-specific T cells in COVID-19 patients with acute respiratory distress syndrome. Sci. Immunol., 2020, vol. 5, no. 48: eabd2071. doi: 10.1126/sciimmunol.abd2071
- Zweig M.H., Campbell G. Receiver-operating characteristics (ROC) plots: a fundamental evaluation tool in clinical medicine. Clin. Chem., 1993, vol. 39, no. 4, pp. 561–577. doi: 10.1093/clinchem/39.4.561
Дополнительные файлы
