Система редактирования генома CRISPR-Сas в диагностике и терапии инфекции, вызванной вирусом простого герпеса 1-го типа (Orthoherpesviridae: Alphaherpesvirinae: Simplexvirus: Simplexvirus humanalpha1)

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Вирус простого герпеса типа 1 (ВПГ-1), новое название Simplexvirus humanalpha1, – один из самых распространенных патогенов в человеческой популяции, который может вызывать тяжелые заболевания, нередко со смертельным исходом. Диагностические методы, используемые в настоящее время, специфичны и чувствительны, но требуют длительного времени, дорогостоящего лабораторного оборудования и высококвалифицированного персонала. Существующие терапевтические препараты имеют ряд серьезных недостатков. Для успешного лечения и сдерживания распространения инфекции необходимо разработать новые быстрые и простые в выполнении, а также высокочувствительные диагностические инструменты и эффективные лечебные средства. Одним из подходов для достижения этой цели является технология, основанная на CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats).

В настоящем обзоре содержится анализ информации, полученной в результате поиска литературы в базах данных Scopus, Web of Science, MedLine, по темам «ВПГ-1, строение, распространение, жизненный цикл», «новые методы молекулярной диагностики ВПГ-1-инфекции», «классификация систем CRISPR-Сas», «методы амплификации нуклеиновых кислот», «эффекторные белки CRISPR-Cas», «применение систем CRISPR-Сas в молекулярной диагностике ВПГ-1-инфекции», «применение систем CRISPR-Сas в терапии ВПГ-1-инфекции». Рассматриваются новые подходы использования CRISPR с применением эффекторных белков Cas12 и Cas13 в диагностике ВПГ-1-инфекций. Обсуждается прогресс в разработке методов лечения на основе CRISPR-Cas в отношении ВПГ-1-инфекции in vitro и in vivo. Генная терапия CRISPR in vivo обладает большим клиническим потенциалом, но ее безопасность и эффективность требует дальнейшего изучения. Анализ имеющихся данных позволяет заключить, что в условиях текущих и будущих вспышек вирусных заболеваний технологии на основе CRISPR открывают перспективы для расширения арсенала средств диагностики и противовирусных препаратов.

Об авторах

Наталья Андреевна Демидова

ФГБУ «Национальный исследовательский центр эпидемиологии и микробиологии имени почетного академика Н.Ф. Гамалеи» Минздрава России

Email: ailande@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-1961-9789

научный сотрудник лаборатории клеточной инженерии

Россия, 123098, Москва

Регина Рафаиловна Климова

ФГБУ «Национальный исследовательский центр эпидемиологии и микробиологии имени почетного академика Н.Ф. Гамалеи» Минздрава России

Email: regi.K@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-4147-8444

канд. биол. наук, старший научный сотрудник лаборатории клеточной инженерии

Россия, 123098, Москва

Алла Александровна Кущ

ФГБУ «Национальный исследовательский центр эпидемиологии и микробиологии имени почетного академика Н.Ф. Гамалеи» Минздрава России

Email: vitallku@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-3396-5533

д-р биол. наук, профессор, главный научный сотрудник лаборатории клеточной инженерии

Россия, 123098, Москва

Дмитрий Сергеевич Карпов

ФГБУН «Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта» РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: aleom@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0001-5203-0787

канд. биол. наук, ведущий научный сотрудник

Россия, 119991, Москва

Список литературы

  1. James C., Harfouche M., Welton N.J., Turner K.M., Abu-Raddad L.J., Gottlieb S.L., et al. Herpes simplex virus: global infection prevalence and incidence estimates, 2016. Bull. World Health Organ. 2020; 98(5): 315. https://doi.org/10.2471/BLT.19.237149
  2. Marcocci M.E., Napoletani G., Protto V., Kolesova O., Piacentini R., Li Puma D.D., et al. Herpes simplex virus-1 in the brain: the dark side of a sneaky infection. Trends Microbiol. 2020; 28(10): 808. https://doi.org/10.1016/j.tim.2020.03.003
  3. de Sousa R.M.P., Garcia L.S., Lemos F.S., de Campos V.S., Machado Ferreira E., de Almeida N.A.A., et al. CRISPR/Cas9 eye drop HSV-1 treatment reduces brain viral load: a novel application to prevent neuronal damage. Pathogens. 2024; 13(12): 1087. https://doi.org/10.3390/pathogens13121087
  4. Stahl J.P., Mailles A. Herpes simplex virus encephalitis update. Curr. Opin. Infect. Dis. 2019; 32(3): 239. https://doi.org/10.1097/QCO.0000000000000554
  5. Akkaya O. Prevalence of herpes simplex virus infections in the central nervous system. Clin. Lab. 2021; 67(7). https://doi.org/10.7754/Clin.Lab.2020.201111
  6. Rippee-Brooks M.D., Wu W., Dong J., Pappolla M., Fang X., Bao X. Viral infections, are they a trigger and risk factor of Alzheimer’s disease? Pathogens. 2024; 13(3): 240. https://doi.org/10.3390/pathogens13030240
  7. Vestin E., Bostrom G., Olsson J., Elgh F., Lind L., Kilander L., et al. Herpes simplex viral infection doubles the risk of dementia in a contemporary cohort of older adults: a prospective study. J. Alzheimers Dis. 2024; 97(4): 1841. https://doi.org/10.3233/JAD-230718
  8. Van Wagoner N., Qushair F., Johnston C. Genital herpes infection: progress and problems. Infect. Dis. Clin. North Am. 2023; 37(2): 351. https://doi.org/10.1016/j.idc.2023.02.011
  9. Wang H. Practical updates in clinical antiviral resistance testing. J. Clin. Microbiol. 2024; 62(8): e0072823. https://doi.org/10.1128/jcm.00728-23
  10. Sadowski L.A., Upadhyay R., Greeley Z.W., Margulies B.J. Current drugs to treat infections with herpes simplex viruses-1 and -2. Viruses. 2021; 13(7): 1228. https://doi.org/10.3390/v13071228
  11. Jinek M., Chylinski K., Fonfara I., Hauer M., Doudna J.A., Charpentier E. A programmable dual-RNA-guided DNA endonuclease in adaptive bacterial immunity. Science. 2012; 337(6096): 816. https://doi.org/10.1126/science.1225829
  12. van Diemen F.R., Kruse E.M., Hooykaas M.J., Bruggeling C.E., Schurch A.C., van Ham P.M., et al. CRISPR/Cas9-mediated genome editing of herpesviruses limits productive and latent infections. PLoS Pathog. 2016; 12(6): e1005701. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1005701
  13. Zhang I., Hsiao Z., Liu F. Development of genome editing approaches against herpes simplex virus infections. Viruses. 2021; 13(2): 338. https://doi.org/10.3390/v13020338
  14. Karpov D.S., Demidova N.A., Kulagin K.A., Shuvalova A.I., Kovalev M.A., Simonov R.A., et al. Complete and prolonged inhibition of herpes simplex virus type 1 infection in vitro by CRISPR/Cas9 and CRISPR/CasX systems. Int. J. Mol. Sci. 2022; 23(23): 14847. https://doi.org/10.3390/ijms232314847
  15. Dou B., Zhang Y., Gao H., Zhang S., Zheng J., Lu X., et al. CRISPR/Cas12a-based MUSCA-PEC strategy for HSV-1 assay. Anal. Chim. Acta. 2023; 1250: 340955. https://doi.org/10.1016/j.aca.2023.340955
  16. Du K., Zeng Q., Jiang M., Hu Z., Zhou M., Xia K. CRISPR/Cas12a-based biosensing: advances in mechanisms and applications for nucleic acid detection. Biosensors (Basel). 2025; 15(6): 360. https://doi.org/10.3390/bios15060360
  17. Packard J.E., Dembowski J.A. HSV-1 DNA replication-coordinated regulation by viral and cellular factors. Viruses. 2021; 13(10): 2015. https://doi.org/10.3390/v13102015
  18. Jambunathan N., Clark C.M., Musarrat F., Chouljenko V.N., Rudd J., Kousoulas K.G. Two sides to every story: herpes simplex type-1 viral glycoproteins gB, gD, gH/gL, gK, and cellular receptors function as key players in membrane fusion. Viruses. 2021; 13(9): 1849. https://doi.org/10.3390/v13091849
  19. Rivas T., Goodrich J.A., Kugel J.F. The herpes simplex virus 1 protein ICP4 acts as both an activator and a repressor of host genome transcription during infection. Mol. Cell. Biol. 2021; 41(10): e0017121. https://doi.org/10.1128/MCB.00171-21
  20. Ding X., Neumann D.M., Zhu L. Host factors associated with either VP16 or VP16-induced complex differentially affect HSV-1 lytic infection. Rev. Med. Virol. 2022; 32(6): e2394. https://doi.org/10.1002/rmv.2394
  21. Sosnovtseva A.O., Demidova N.A., Klimova R.R., Kovalev M.A., Kushch A.A., Starodubova E.S., et al. Control of HSV-1 infection: directions for the development of CRISPR/Cas-Based therapeutics and diagnostics. Int. J. Mol. Sci. 2024; 25(22): 12346. https://doi.org/10.3390/ijms252212346
  22. Jiang S., Li H., Zhang L., Mu W., Zhang Y., Chen T., et al. Generic Diagramming Platform (GDP): a comprehensive database of high-quality biomedical graphics. Nucleic Acids Res. 2025; 53(D1): D1670–6. https://doi.org/10.1093/nar/gkae973
  23. Fox H.L., Dembowski J.A., DeLuca N.A. A herpesviral immediate early protein promotes transcription elongation of viral transcripts. mBio. 2017; 8(3): e00745-17. https://doi.org/10.1128/mBio.00745-17
  24. Renner D.W., Szpara M.L. Impacts of genome-wide analyses on our understanding of human herpesvirus diversity and evolution. J. Virol. 2018; 92(1): e00908-17. https://doi.org/10.1128/JVI.00908-17
  25. Grady L.M., Szczepaniak R., Murelli R.P., Masaoka T., Le Grice S.F.J., Wright D.L., et al. The exonuclease activity of herpes simplex virus 1 UL12 is required for production of viral DNA that can be packaged to produce infectious virus. J. Virol. 2017; 91(23): e01380-17. https://doi.org/10.1128/JVI.01380-17
  26. Waisner H., Lasnier S., Suma S.M., Kalamvoki M. Effects on exocytosis by two HSV-1 mutants unable to block autophagy. J. Virol. 2023; 97(10): e0075723. https://doi.org/10.1128/jvi.00757-23
  27. Suzich J.B., Cliffe A.R. Strength in diversity: Understanding the pathways to herpes simplex virus reactivation. Virology. 2018; 522: 81. https://doi.org/10.1016/j.virol.2018.07.011
  28. Nicoll M.P., Hann W., Shivkumar M., Harman L.E., Connor V., Coleman H.M., et al. The HSV-1 latency-associated transcript functions to repress latent phase lytic gene expression and suppress virus reactivation from latently infected neurons. PLoS Pathog. 2016; 12(4): e1005539. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1005539
  29. Sawtell N.M., Thompson R.L. De novo herpes simplex virus VP16 expression gates a dynamic programmatic transition and sets the latent/lytic balance during acute infection in trigeminal ganglia. PLoS Pathog. 2016; 12(9): e1005877. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1005877
  30. Cuddy S.R., Schinlever A.R., Dochnal S., Seegren P.V., Suzich J., Kundu P., et al. Neuronal hyperexcitability is a DLK-dependent trigger of herpes simplex virus reactivation that can be induced by IL-1. Elife. 2020; 9: e58037. https://doi.org/10.7554/eLife.58037
  31. Kostyusheva A., Brezgin S., Babin Y., Vasilyeva I., Glebe D., Kostyushev D., et al. CRISPR-Cas systems for diagnosing infectious diseases. Methods. 2022; 203: 431–46. https://doi.org/10.1016/j.ymeth.2021.04.007
  32. Freije C.A., Sabeti P.C. Detect and destroy: CRISPR-based technologies for the response against viruses. Cell Host Microbe. 2021; 29(5): 689–703. https://doi.org/10.1016/j.chom.2021.04.003
  33. Bairqdar A., Karitskaya P.E., Stepanov G.A. Expanding horizons of CRISPR/Cas technology: clinical advancements, therapeutic applications, and challenges in gene therapy. Int. J. Mol. Sci. 2024; 25(24): 13321. https://doi.org/10.3390/ijms252413321
  34. Boonbanjong P., Treerattrakoon K., Waiwinya W., Pitikultham P., Japrung D. Isothermal amplification technology for disease diagnosis. Biosensors (Basel). 2022; 12(9): 677. https://doi.org/10.3390/bios12090677
  35. Liu D.N., Wu H.P., Zhou G.H. Research progress of visual detection in rapid on-site detection of pathogen nucleic acid. Yi Chuan. 2023; 45(4): 306–23. https://doi.org/10.16288/j.yczz.22-323
  36. Mao X., Xu M., Luo S., Yang Y., Zhong J., Zhou J., et al. Advancements in the synergy of isothermal amplification and CRISPR-cas technologies for pathogen detection. Front. Bioeng. Biotechnol. 2023; 11: 1273988. https://doi.org/10.3389/fbioe.2023.1273988
  37. Волков А.А., Долгова А.С., Дедков В.Г. Молекулярные диагностические платформы, созданные на базе систем CRISPR/Cas. Инфекция и иммунитет. 2022; 12(1): 9–20. https://doi.org/10.15789/2220-7619-CCB-1843 https://elibrary.ru/fdhjgz
  38. Geojith G., Dhanasekaran S., Chandran S.P., Kenneth J. Efficacy of loop mediated isothermal amplification (LAMP) assay for the laboratory identification of Mycobacterium tuberculosis isolates in a resource limited setting. J. Microbiol. Methods. 2011; 84(1): 71–3. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2010.10.015
  39. Uttam I., Sudarsan S., Ray R., Chinnappan R., Yaqinuddin A., Al-Kattan K., et al. A hypothetical approach to concentrate microorganisms from human urine samples using paper-based adsorbents for point-of-care molecular assays. Life (Basel). 2023; 14(1): 38. https://doi.org/10.3390/life14010038
  40. Lobato I.M., O’Sullivan C.K. Recombinase polymerase amplification: Basics, applications and recent advances. Trends Analyt. Chem. 2018; 98: 19–35. https://doi.org/10.1016/j.trac.2017.10.015
  41. Wang H., La Russa M., Qi L.S. CRISPR/Cas9 in genome editing and beyond. Annu. Rev. Biochem. 2016; 85: 227. https://doi.org/10.1146/annurev-biochem-060815-014607
  42. Chen Y., Zhao R., Hu X., Wang X. The current status and future prospects of CRISPR-based detection of monkeypox virus: A review. Anal. Chim. Acta. 2025; 1336: 343295. https://doi.org/10.1016/j.aca.2024.343295
  43. Gootenberg J.S., Abudayyeh O.O., Lee J.W., Essletzbichler P., Dy A.J., Joung J., et al. Nucleic acid detection with CRISPR-Cas13a/C2c2. Science. 2017; 356(6336): 438. https://doi.org/10.1126/science.aam9321
  44. Myhrvold C., Freije C.A., Gootenberg J.S., Abudayyeh O.O., Metsky H.C., Durbin A.F., et al. Field-deployable viral diagnostics using CRISPR-Cas13. Science. 2018; 360(6387): 444–8. https://doi.org/10.1126/science.aas8836
  45. Srivastava S., Upadhyay D.J., Srivastava A. Next-generation molecular diagnostics development by CRISPR/Cas tool: rapid detection and surveillance of viral disease outbreaks. Front. Mol. Biosci. 2020; 7: 582499. https://doi.org/10.3389/fmolb.2020.582499
  46. Shi P., Wu X. Programmable RNA targeting with CRISPR-Cas13. RNA Biol. 2024; 21(1): 1–9. https://doi.org/10.1080/15476286.2024.2351657
  47. Calvert A.E., Biggerstaff B.J., Tanner N.A., Lauterbach M., Lanciotti R.S. Rapid colorimetric detection of Zika virus from serum and urine specimens by reverse transcription loop-mediated isothermal amplification (RT-LAMP). PLoS One. 2017; 12(9): e0185340. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0185340
  48. Hang X.M., Liu P.F., Tian S., Wang H.Y., Zhao K.R., Wang L. Rapid and sensitive detection of Ebola RNA in an unamplified sample based on CRISPR-Cas13a and DNA roller machine. Biosens. Bioelectron. 2022; 211: 114393. https://doi.org/10.1016/j.bios.2022.114393
  49. Niu M., Dong Z., Yu L., Dong X., An J., Han Y., et al. Anti-RNA virus crRNA targets efficient screening platform based on bioinformatics and CRISPR detection. Mol. Ther. Nucleic Acids. 2025; 36(3): 102619. https://doi.org/10.1016/j.omtn.2025.102619
  50. Saju A.F., Mukundan A., Divyashree M., Chandrashekhar R., Mahadev Rao A. RNA diagnostics and therapeutics: a comprehensive review. RNA Biol. 2025; 22(1): 1–11. https://doi.org/10.1080/15476286.2024.2449277
  51. Cherkaoui D., Huang D., Miller B.S., Turbe V., McKendry R.A. Harnessing recombinase polymerase amplification for rapid multi-gene detection of SARS-CoV-2 in resource-limited settings. Biosens. Bioelectron. 2021; 189: 113328. https://doi.org/10.1016/j.bios.2021.113328
  52. Ramadan N.K., Gaber N., Ali N.M., Amer O.S.O., Soliman H. SHERLOCK, a novel CRISPR-Cas13a-based assay for detection of infectious bursal disease virus. J. Virol. Methods. 2025; 337: 115185. https://doi.org/10.1016/j.jviromet.2025.115185
  53. Chen J.S., Ma E., Harrington L.B., Da Costa M., Tian X., Palefsky J.M., et al. CRISPR-Cas12a target binding unleashes indiscriminate single-stranded DNase activity. Science. 2018; 360(6387): 436. https://doi.org/10.1126/science.aar6245
  54. Li L., Li S., Wu N., Wu J., Wang G., Zhao G., et al. HOLMESv2: A CRISPR-Cas12b-assisted platform for nucleic acid detection and DNA methylation quantitation. ACS Synth. Biol. 2019; 8(10): 2228–37. https://doi.org/10.1021/acssynbio.9b00209
  55. Zhuang S., Hu T., Zhou H., He S., Li J., Zhang Y., et al. CRISPR-HOLMES-based NAD(+) detection. Front. Bioeng. Biotechnol. 2024; 12: 1355640. https://doi.org/10.3389/fbioe.2024.1355640
  56. Yang D., Shi Y., Tang Y., Yin H., Guo Y., Wen S., et al. Effect of HPV infection on the occurrence and development of laryngeal cancer: a review. J. Cancer. 2019; 10(19): 4455–62. https://doi.org/10.7150/jca.34016
  57. Yin L., Zhao Z., Wang C., Zhou C., Wu X., Gao B., et al. Development and evaluation of a CRISPR/Cas12a-based diagnostic test for rapid detection and genotyping of HR-HPV in clinical specimens. Microbiol. Spectr. 2025; 13(1): e0225324. https://doi.org/10.1128/spectrum.02253-24
  58. Wu X., Chan C., Springs S.L., Lee Y.H., Lu T.K., Yu H. A warm-start digital CRISPR/Cas-based method for the quantitative detection of nucleic acids. Anal. Chim. Acta. 2022; 1196: 339494. https://doi.org/10.1016/j.aca.2022.339494
  59. Yin X., Luo H., Zhou H., Zhang Z., Lan Y., Feng Z., et al. A rapid isothermal CRISPR-Cas13a diagnostic test for genital herpes simplex virus infection. iScience. 2024; 27(1): 108581. https://doi.org/10.1016/j.isci.2023.108581
  60. Huang M., Chen Y., Zheng L., Yao Y.F. Highly sensitive and naked-eye detection of herpes simplex virus type 1 using LAMP-CRISPR/Cas12 diagnostic technology and gold nanoparticles. Heliyon. 2023; 9(11): e22146. https://doi.org/10.1016/j.heliyon.2023.e22146
  61. FDA Approves first gene therapies to treat patients with sickle cell disease. Available at: https://fda.gov/news-events/press-announcements/fda-approves-first-gene-therapies-treat-patients-sickle-cell-disease
  62. Bellizzi A., Cakir S., Donadoni M., Sariyer R., Liao S., Liu H., et al. Suppression of HSV-1 infection and viral reactivation by CRISPR-Cas9 gene editing in 2D and 3D culture models. Mol. Ther. Nucleic Acids. 2024; 35(3): 102282. https://doi.org/10.1016/j.omtn.2024.102282
  63. Katson M., Gorenshtein A., Pepys J., Mina Y., Shelly S. Mortality and prognosis in herpes simplex Virus-1 encephalitis long-term follow up study. J. Neurol. Sci. 2025; 468: 123330. https://doi.org/10.1016/j.jns.2024.123330
  64. Ying M., Wang H., Liu T., Han Z., Lin K., Shi Q., et al. CLEAR strategy inhibited HSV proliferation using viral vectors delivered CRISPR-Cas9. Pathogens. 2023; 12(6): 814. https://doi.org/10.3390/pathogens12060814
  65. McCormick I., James C., Welton N.J., Mayaud P., Turner K.M.E., Gottlieb S.L., et al. Incidence of herpes simplex virus keratitis and other ocular disease: global review and estimates. Ophthalmic Epidemiol. 2022; 29(4): 353–62. https://doi.org/10.1080/09286586.2021.1962919
  66. Yin D., Ling S., Wang D., Dai Y., Jiang H., Zhou X., et al. Targeting herpes simplex virus with CRISPR-Cas9 cures herpetic stromal keratitis in mice. Nat. Biotechnol. 2021; 39(5): 567–77. https://doi.org/10.1038/s41587-020-00781-8
  67. Amrani N., Luk K., Singh P., Shipley M., Isik M., Donadoni M., et al. CRISPR-Cas9-mediated genome editing delivered by a single AAV9 vector inhibits HSV-1 reactivation in a latent rabbit keratitis model. Mol. Ther. Methods Clin. Dev. 2024; 32(3): 101303. https://doi.org/10.1016/j.omtm.2024.101303
  68. Dutton A.J., Turnbaugh E.M., Patel C.D., Garland C.R., Taylor S.A., Alers-Velazquez R., et al. Asymptomatic neonatal herpes simplex virus infection in mice leads to persistent CNS infection and long-term cognitive impairment. PLoS Pathog. 2025; 21(2): e1012935. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1012935
  69. Wei A., Yin D., Zhai Z., Ling S., Le H., Tian L., et al. In vivo CRISPR gene editing in patients with herpetic stromal keratitis. Mol. Ther. 2023; 31(11): 3163–75. https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2023.08.021
  70. ClinicalTrials.gov. A Study of the Safety, Tolerability and Prelinminary Efficacy of BD111 in Herpes Simplex Virus Type I Stromal Keratitis; 2025. Available at: https://clinicaltrials.gov/study/NCT06474416

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Демидова Н.А., Климова Р.Р., Кущ А.А., Карпов Д.С., 2025

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).