Экзосомы в жизненном цикле вирусов и патогенезе вирусных инфекций

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Экзосомы – внеклеточные везикулы эндосомального происхождения c двухслойной мембраной, диаметром 30–160 нм. Экзосомы высвобождаются из клеток разного происхождения и определяются в различных биологических жидкостях организма. Они содержат клеточные нуклеиновые кислоты, белки, липиды, метаболиты и могут передавать содержимое клеткам-реципиентам. В биогенезе экзосом участвуют клеточные белки семейства Rab ГТФаз и системы ESCRT, которые регулируют почкование, транспорт везикул, сортировку молекул, слияние мембран, образование мультивезикулярных телец и секрецию экзосом. Из клеток, инфицированных вирусами, высвобождаются экзосомы, которые содержат геномные вирусные ДНК и РНК, а также мРНК, микроРНК, другие виды РНК, белки и вирионы. Экзосомы способны переносить вирусные компоненты в неинфицированные клетки различных органов и тканей. В настоящем обзоре проанализировано влияние экзосом на жизненный цикл широко распространённых вирусов, вызывающих серьёзные заболевания человека: вирус иммунодефицита человека 1-го типа, вирус гепатита В, вирус гепатита С, SARS-CoV-2. Вирусы способны проникать в клетки путём эндоцитоза, используют молекулярные и клеточные пути с участием белков Rab и ESCRT для высвобождения экзосом и распространения вирусных инфекций. Показано, что экзосомы могут оказывать разнонаправленные действия на патогенез вирусных инфекций, подавляя или способствуя развитию вызываемых ими заболеваний. Экзосомы потенциально могут использоваться в неинвазивной диагностике как биомаркеры стадии инфекции, а экзосомы, нагруженные биомолекулами и лекарственными препаратами, – как терапевтические средства. Генетически модифицированные экзосомы – перспективные кандидаты для новых противовирусных вакцин.

Об авторах

Алла Александровна Кущ

ФГБУ «Национальный исследовательский центр эпидемиологии и микробиологии имени почетного академика Н.Ф. Гамалеи» Минздрава России

Автор, ответственный за переписку.
Email: vitallku@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-3396-5533
SPIN-код: 6964-1715

д-р биол. наук, проф., ведущий научный сотр.

Россия, 123098, г. Москва

Александр Владимирович Иванов

ФГБУН «Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта Российской академии наук»

Email: aivanov@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-5659-9679
SPIN-код: 5776-5496

доктор биологических наук, главный научный сотрудник, рук. лаборатории биохимии вирусных инфекций, зам. директора по научной работе

Россия, 119991, г. Москва

Список литературы

  1. Harding C., Heuser J., Stahl P. Receptor-mediated endocytosis of transferrin and recycling of the transferrin receptor in rat reticulocytes. J. Cell Biol. 1983; 97(2): 329–39. https://doi.org/10.1083/jcb.97.2.329
  2. Pan B.T., Johnstone R.M. Fate of the transferrin receptor during maturation of sheep reticulocytes in vitro: selective externalization of the receptor. Cell. 1983; 33(3): 967–78. https://doi.org/10.1016/0092-8674(83)90040-5
  3. Harding C.V., Heuser J.E., Stahl P.D. Exosomes: looking back three decades and into the future. J. Cell Biol. 2013; 200(4): 367–71. https://doi.org/10.1083/jcb.201212113
  4. Johnstone R.M., Adam M., Hammond J.R., Orr L., Turbide C. Vesicle formation during reticulocyte maturation. Association of plasma membrane activities with released vesicles (exosomes). J. Biol. Chem. 1987; 262(19): 9412–20.
  5. Xie S., Zhang Q., Jiang L. Current knowledge on exosome biogenesis, cargo-sorting mechanism and therapeutic implications. Membranes (Basel). 2022; 12(5): 498. https://doi.org/10.3390/membranes12050498
  6. Kowal J., Arras G., Colombo M., Jouve M., Morath J.P., Primdal-Bengtson B., et al. Proteomic comparison defines novel markers to characterize heterogeneous populations of extracellular vesicle subtypes. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2016; 113(8): E968–77. https://doi.org/10.1073/pnas.1521230113
  7. Wang S., Zhang K., Tan S., Xin J., Yuan Q., Xu H., et al. Circular RNAs in body fluids as cancer biomarkers: the new frontier of liquid biopsies. Mol. Cancer. 2021; 20(1): 13. https://doi.org/10.1186/s12943-020-01298-z
  8. Kalluri R., LeBleu V.S. The biology, function, and biomedical applications of exosomes. Science. 2020; 367(6478): eaau6977. https://doi.org/10.1126/science.aau6977
  9. Zeng Y., Qiu Y., Jiang W., Shen J., Yao X., He X., et al. Biological features of extracellular vesicles and challenges. Front. Cell Dev. Biol. 2022; 10: 816698. https://doi.org/10.3389/fcell.2022.816698
  10. Todd K.V., Tripp R.A. Exosome-mediated human norovirus infection. PLoS One. 2020; 15(8): e0237044. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0237044
  11. Kowalczyk A., Wrzecińska M., Czerniawska-Piątkowska E., Kupczyński R. Exosomes – spectacular role in reproduction. Biomed. Pharmacother. 2022; 148: 112752. https://doi.org/10.1016/j.biopha.2022.112752
  12. Lee I., Choi Y., Shin D.U., Kwon M., Kim S., Jung H., et al. Small extracellular vesicles as a new class of medicines. Pharmaceutics. 2023; 15(2): 325. https://doi.org/10.3390/pharmaceutics15020325
  13. Picca A., Guerra F., Calvani R., Coelho-Junior H.J., Bucci C., Marzetti E. Circulating extracellular vesicles: friends and foes in neurodegeneration. Neural. Regen. Res. 2022; 17(3): 534–42. https://doi.org/10.4103/1673-5374.320972
  14. Liu F., Vermesh O., Mani V., Ge T.J., Madsen S.J., Sabour A., et al. The exosome total isolation chip. ACS Nano. 2017; 11(11): 10712–23. https://doi.org/10.1021/acsnano.7b04878
  15. Zhang H., Lyden D. Asymmetric-flow field-flow fractionation technology for exomere and small extracellular vesicle separation and characterization. Nat. Protoc. 2019; 14(4): 1027–53. https://doi.org/10.1038/s41596-019-0126-x
  16. Kang Y.T., Kim Y.J., Bu J., Cho Y.H., Han S.W., Moon B.I. High-purity capture and release of circulating exosomes using an exosome-specific dual-patterned immunofiltration (ExoDIF) device. Nanoscale. 2017; 9(36): 13495–505. https://doi.org/10.1039/c7nr04557c
  17. Pathan M., Fonseka P., Chitti S.V., Kang T., Sanwlani R., Van Deun J., et al. Vesiclepedia 2019: a compendium of RNA, proteins, lipids and metabolites in extracellular vesicles. Nucleic. Acids. Res. 2019; 47(D1): D516–9. https://doi.org/10.1093/nar/gky1029
  18. Sidhom K., Obi P.O., Saleem A. A review of exosomal isolation methods: is size exclusion chromatography the best option? Int. J. Mol. Sci. 2020; 21(18): 6466. https://doi.org/10.3390/ijms21186466
  19. van der Pol E., Sturk A., van Leeuwen T., Nieuwland R., Coumans F. Standardization of extracellular vesicle measurements by flow cytometry through vesicle diameter approximation. J. Thromb. Haemost. 2018; 16(6): 1236–45. https://doi.org/10.1111/jth.14009
  20. Théry C., Witwer K.W., Aikawa E., Alcaraz M.J., Anderson J.D., Andriantsitohaina R., et al. Minimal information for studies of extracellular vesicles 2018 (MISEV2018): a position statement of the International Society for Extracellular Vesicles and update of the MISEV2014 guidelines. J. Extracell. Vesicles. 2018; 7(1): 1535750. https://doi.org/10.1080/20013078.2018
  21. Mulligan R.J., Yap C.C., Winckler B. Endosomal transport to lysosomes and the trans-Golgi network in neurons and other cells: visualizing maturational flux. Methods Mol. Biol. 2023; 2557: 595–618. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-2639-9_36
  22. Krylova S.V., Feng D. The machinery of exosomes: biogenesis, release, and uptake. Int. J. Mol. Sci. 2023; 24(2): 1337. https://doi.org/10.3390/ijms24021337
  23. Homma Y., Hiragi S., Fukuda M. Rab family of small GTPases: an updated view on their regulation and functions. FEBS J. 2021; 288(1): 36–55. https://doi.org/10.1111/febs.15453
  24. Liu G., Yin X.M. The role of extracellular vesicles in liver pathogenesis. Am. J. Pathol. 2022; 192(10): 1358–67. https://doi.org/10.1016/j.ajpath.2022.06.007
  25. Scourfield E.J., Martin-Serrano J. Growing functions of the ESCRT machinery in cell biology and viral replication. Biochem. Soc. Trans. 2017; 45(3): 613–34. https://doi.org/10.1042/BST20160479
  26. Lin C.Y., Urbina A.N., Wang W.H., Thitithanyanont A., Wang S.F. Virus hijacks host proteins and machinery for assembly and budding, with HIV-1 as an example. Viruses. 2022; 14(7): 1528. https://doi.org/10.3390/v14071528
  27. Johnson D.S., Bleck M., Simon S.M. Timing of ESCRT-III protein recruitment and membrane scission during HIV-1 assembly. Elife. 2018; 7: e36221. https://doi.org/10.7554/eLife.36221
  28. Hoffman H.K., Fernandez M.V., Groves N.S., Freed E.O., van Engelenburg S.B. Genomic tagging of endogenous human ESCRT-I complex preserves ESCRT-mediated membrane-remodeling functions. J. Biol. Chem. 2019; 294(44): 16266–81. https://doi.org/10.1074/jbc.RA119.009372
  29. Meusser B., Purfuerst B., Luft F.C. HIV-1 Gag release from yeast reveals ESCRT interaction with the Gag N-terminal protein region. J. Biol. Chem. 2020; 295(52): 17950–72. https://doi.org/10.1074/jbc.RA120.014710
  30. Hadpech S., Moonmuang S., Chupradit K., Yasamut U., Tayapiwatana C. Updating on roles of HIV intrinsic factors: a review of their antiviral mechanisms and emerging functions. Intervirology. 2022; 65(2): 67–79. https://doi.org/10.1159/000519241
  31. Gerber P.P., Cabrini M., Jancic C., Paoletti L., Banchio C., von Bilderling C., et al. Rab27a controls HIV-1 assembly by regulating plasma membrane levels of phosphatidylinositol 4,5-bisphosphate. J. Cell Biol. 2015; 209(3): 435–52. https://doi.org/10.1083/jcb.201409082
  32. Teow S.Y., Nordin A.C., Ali S.A., Khoo A.S. Exosomes in human immunodeficiency virus type I pathogenesis: threat or opportunity? Adv. Virol. 2016; 2016: 9852494. https://doi.org/10.1155/2016/9852494
  33. Chiozzini C., Arenaccio C., Olivetta E., Anticoli S., Manfredi F., Ferrantelli F., et al. Trans-dissemination of exosomes from HIV-1-infected cells fosters both HIV-1 trans-infection in resting CD4+ T lymphocytes and reactivation of the HIV-1 reservoir. Arch. Virol. 2017; 162(9): 2565–77. https://doi.org/10.1007/s00705-017-3391-4
  34. Hayes C.N., Zhang Y., Makokha G.N., Hasan M.Z., Omokoko M.D., Chayama K. Early events in hepatitis B virus infection: From the cell surface to the nucleus. J. Gastroenterol. Hepatol. 2016; 31(2): 302–9. https://doi.org/10.1111/jgh.13175
  35. Lin Y., Wu C., Wang X., Kemper T., Squire A., Gunzer M., et al. Hepatitis B virus is degraded by autophagosome-lysosome fusion mediated by Rab7 and related components. Protein Cell. 2019; 10(1): 60–6. https://doi.org/10.1007/s13238-018-0555-2
  36. Chou S.F., Tsai M.L., Huang J.Y., Chang Y.S., Shih C. The dual role of an ESCRT-0 component HGS in HBV transcription and naked capsid secretion. PLoS Pathog. 2015; 11(10): e1005123. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1005123
  37. Prange R. Hepatitis B virus movement through the hepatocyte: An update. Biol. Cell. 2022; 114(12): 325–48. https://doi.org/10.1111/boc.202200060
  38. Wu Q., Glitscher M., Tonnemacher S., Schollmeier A., Raupach J., Zahn T., et al. Presence of intact hepatitis B virions in exosomes. Cell Mol. Gastroenterol. Hepatol. 2023; 15(1): 237–59. https://doi.org/10.1016/j.jcmgh.2022.09.012
  39. van der Ree M.H., Jansen L., Kruize Z., van Nuenen A.C., van Dort K.A., Takkenberg R.B., et al. Plasma MicroRNA levels are associated with hepatitis B e antigen status and treatment response in chronic hepatitis B patients. J. Infect. Dis. 2017; 215(9): 1421–9. https://doi.org/10.1093/infdis/jix140
  40. Wang D., Huang T., Ren T., Liu Q., Zhou Z., Ge L., et al. Identification of blood exosomal miRNA-1246, miRNA-150-5p, miRNA-5787 and miRNA-8069 as sensitive biomarkers for hepatitis B virus infection. Clin. Lab. 2022; 68(2). https://doi.org/10.7754/Clin.Lab.2021.210415
  41. Ninomiya M., Inoue J., Krueger E.W., Chen J., Cao H., Masamune A., et al. The exosome-associated tetraspanin CD63 contributes to the efficient assembly and infectivity of the hepatitis B virus. Hepatol. Commun. 2021; 5(7): 1238–51. https://doi.org/10.1002/hep4.1709
  42. Kakizaki M., Yamamoto Y., Yabuta S., Kurosaki N., Kagawa T., Kotani A. The immunological function of extracellular vesicles in hepatitis B virus-infected hepatocytes. PLoS One. 2018; 13(12): e0205886. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0205886
  43. Wang C., Liu J., Yan Y., Tan Y. Role of exosomes in chronic liver disease development and their potential clinical applications. J. Immunol. Res. 2022; 2022: 1695802. https://doi.org/10.1155/2022/1695802
  44. Bunz M., Ritter M., Schindler M. HCV egress – unconventional secretion of assembled viral particles. Trends Microbiol. 2022; 30(4): 364–78. https://doi.org/10.1016/j.tim.2021.08.005
  45. Kulhanek K.R., Roose J.P., Rubio I. Regulation of the small GTPase Ras and its relevance to human disease. Methods. Mol. Biol. 2021; 2262: 19–43. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-1190-6_2
  46. Elgner F., Hildt E., Bender D. Relevance of Rab proteins for the life cycle of hepatitis C virus. Front. Cell Dev. Biol. 2018; 6: 166. https://doi.org/10.3389/fcell.2018.00166
  47. Ahmed I., Akram Z., Iqbal H.M.N., Munn A.L. The regulation of Endosomal Sorting Complex Required for Transport and accessory proteins in multivesicular body sorting and enveloped viral budding – an overview. Int. J. Biol. Macromol. 2019; 127: 1–11. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2019.01.015
  48. Corless L., Crump C.M., Griffin S.D., Harris M. Vps4 and the ESCRT-III complex are required for the release of infectious hepatitis C virus particles. J. Gen. Virol. 2010; 91(Pt. 2): 362–72. https://doi.org/10.1099/vir.0.017285-0
  49. Li C., Gao Z., Cui Z., Liu Z., Bian Y., Sun H., et al. Deubiquitylation of Rab35 by USP32 promotes the transmission of imatinib resistance by enhancing exosome secretion in gastrointestinal stromal tumours. Oncogene. 2023; 42(12): 894–910. https://doi.org/10.1038/s41388-023-02600-1
  50. Kumar S., Barouch-Bentov R., Xiao F., Schor S., Pu S., Biquand E., et al. MARCH8 ubiquitinates the hepatitis C virus nonstructural 2 protein and mediates viral envelopment. Cell Rep. 2019; 26(7): 1800–14.e5. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2019.01.075
  51. Tamai K., Shiina M., Tanaka N., Nakano T., Yamamoto A., Kondo Y., et al. Regulation of hepatitis C virus secretion by the Hrs-dependent exosomal pathway. Virology. 2012; 422(2): 377–85. https://doi.org/10.1016/j.virol.2011.11.009
  52. Tamai K., Tanaka N., Nakano T., Kakazu E., Kondo Y., Inoue J., et al. Exosome secretion of dendritic cells is regulated by Hrs, an ESCRT-0 protein. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2010; 399(3): 384–90. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2010.07.083
  53. Barouch-Bentov R., Neveu G., Xiao F., Beer M., Bekerman E., Schor S., et al. Hepatitis C virus proteins interact with the Endosomal Sorting Complex Required for Transport (ESCRT) machinery via ubiquitination to facilitate viral envelopment. mBio. 2016; 7(6): e01456-16. https://doi.org/10.1128/mBio.01456-16
  54. Younossi Z., Tacke F., Arrese M., Chander Sharma B., Mostafa I., Bugianesi E., et al. Global perspectives on nonalcoholic fatty liver disease and nonalcoholic steatohepatitis. Hepatology. 2019; 69(6): 2672–82. https://doi.org/10.1002/hep.30251
  55. Newman L.A., Muller K., Rowland A. Circulating cell-specific extracellular vesicles as biomarkers for the diagnosis and monitoring of chronic liver diseases. Cell Mol. Life Sci. 2022; 79(5): 232. https://doi.org/10.1007/s00018-022-04256-8
  56. Li J., Liu H., Mauer A.S., Lucien F., Raiter A., Bandla H., et al. Characterization of cellular sources and circulating levels of extracellular vesicles in a dietary murine model of nonalcoholic steatohepatitis. Hepatol. Commun. 2019; 3(9): 1235–49. https://doi.org/10.1002/hep4.1404
  57. Shah R., Patel T., Freedman J.E. Circulating extracellular vesicles in human disease. N. Engl. J. Med. 2018; 379(10): 958–66. https://doi.org/10.1056/NEJMra1704286
  58. Ramakrishnaiah V., Thumann C., Fofana I., Habersetzer F., Pan Q., de Ruiter P.E., et al. Exosome-mediated transmission of hepatitis C virus between human hepatoma Huh7.5 cells. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2013; 110(32): 13109–13. https://doi.org/10.1073/pnas.1221899110
  59. Bukong T.N., Momen-Heravi F., Kodys K., Bala S., Szabo G. Exosomes from hepatitis C infected patients transmit HCV infection and contain replication competent viral RNA in complex with Ago2-miR122-HSP90. PLoS Pathog. 2014; 10(10): e1004424. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1004424
  60. Dreux M., Garaigorta U., Boyd B., Décembre E., Chung J., Whitten-Bauer C., et al. Short-range exosomal transfer of viral RNA from infected cells to plasmacytoid dendritic cells triggers innate immunity. Cell Host. Microbe. 2012; 12(4): 558–70. https://doi.org/10.1016/j.chom.2012.08.010
  61. Zhang S., Kodys K., Babcock G.J., Szabo G. CD81/CD9 tetraspanins aid plasmacytoid dendritic cells in recognition of hepatitis C virus-infected cells and induction of interferon-alpha. Hepatology. 2013; 58(3): 940–9. https://doi.org/10.1002/hep.25827
  62. Conde-Vancells J., Rodriguez-Suarez E., Embade N., Gil D., Matthiesen R., Valle M., et al. Characterization and comprehensive proteome profiling of exosomes secreted by hepatocytes. J. Proteome. Res. 2008; 7(12): 5157–66. https://doi.org/10.1021/pr8004887
  63. Properzi F., Logozzi M., Fais S. Exosomes: the future of biomarkers in medicine. Biomark. Med. 2013; 7(5): 769–78. https://doi.org/10.2217/bmm.13.63
  64. Szabo G., Momen-Heravi F. Extracellular vesicles in liver disease and potential as biomarkers and therapeutic targets. Nat. Rev. Gastroenterol. Hepatol. 2017; 14(8): 455–66. https://doi.org/10.1038/nrgastro.2017.71
  65. Borrelli D.A., Yankson K., Shukla N., Vilanilam G., Ticer T., Wolfram J. Extracellular vesicle therapeutics for liver disease. J. Control. Release. 2018; 273: 86–98. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2018.01.022
  66. Lin D., Reddy V., Osman H., Lopez A., Koksal A.R., Rhadhi S.M., et al. Additional inhibition of Wnt/β-catenin signaling by metformin in DAA treatments as a novel therapeutic strategy for HCV-Infected patients. Cells. 2021; 10(4): 790. https://doi.org/10.3390/cells10040790
  67. McVey M.J., Kuebler W.M. Extracellular vesicles: biomarkers and regulators of vascular function during extracorporeal circulation. Oncotarget. 2018; 9(98): 37229–51. https://doi.org/10.18632/oncotarget.26433
  68. Fendl B., Weiss R., Eichhorn T., Linsberger I., Afonyushkin T., Puhm F., et al. Extracellular vesicles are associated with C-reactive protein in sepsis. Sci. Rep. 2021; 11(1): 6996. https://doi.org/10.1038/s41598-021-86489-4
  69. U.S. National Library of Medicine. Available at: https://clinicaltrials.gov/
  70. Feng Y., Wang A.T., Jia H.H., Zhao M., Yu H. A brief analysis of mesenchymal stem cells as biological drugs for the treatment of Acute-on-Chronic Liver Failure (ACLF): safety and potency. Curr. Stem. Cell Res. Ther. 2020; 15(3): 202–10. https://doi.org/10.2174/1574888X15666200101124317
  71. Qian X., Xu C., Fang S., Zhao P., Wang Y., Liu H., et al. Exosomal microRNAs derived from umbilical mesenchymal stem cells inhibit hepatitis C virus infection. Stem. Cells Transl. Med. 2016; 5(9): 1190–203. https://doi.org/10.5966/sctm.2015-0348
  72. Khatun M., Ray R.B. Mechanisms underlying hepatitis C virus-associated hepatic fibrosis. Cells. 2019; 8(10): 1249. https://doi.org/10.3390/cells8101249
  73. Devhare P.B., Sasaki R., Shrivastava S., Di Bisceglie A.M., Ray R., Ray R.B. Exosome-mediated intercellular communication between hepatitis C virus-infected hepatocytes and hepatic stellate cells. J. Virol. 2017; 91(6): e02225-16. https://doi.org/10.1128/JVI.02225-16
  74. Kim J.H., Lee C.H., Lee S.W. Exosomal transmission of microRNA from HCV replicating cells stimulates transdifferentiation in hepatic stellate cells. Mol. Ther. Nucleic. Acids. 2019; 14: 483–97. https://doi.org/10.1016/j.omtn.2019.01.006
  75. Bruno S., Pasquino C., Herrera Sanchez M.B., Tapparo M., Figliolini F., Grange C., et al. HLSC-derived extracellular vesicles attenuate liver fibrosis and inflammation in a murine model of non-alcoholic steatohepatitis. Mol. Ther. 2020; 28(2): 479–89. https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2019.10.016
  76. Chiabotto G., Ceccotti E., Tapparo M., Camussi G., Bruno S. Human liver stem cell-derived extracellular vesicles target hepatic stellate cells and attenuate their pro-fibrotic phenotype. Front. Cell Dev. Biol. 2021; 9: 777462. https://doi.org/10.3389/fcell.2021.777462
  77. Rong X., Liu J., Yao X., Jiang T., Wang Y., Xie F. Human bone marrow mesenchymal stem cells-derived exosomes alleviate liver fibrosis through the Wnt/β-catenin pathway. Stem. Cell Res. Ther. 2019; 10(1): 98. https://doi.org/10.1186/s13287-019-1204-2
  78. Kim J., Lee C., Shin Y., Wang S., Han J., Kim M., et al. sEVs from tonsil-derived mesenchymal stromal cells alleviate activation of hepatic stellate cells and liver fibrosis through miR-486-5p. Mol. Ther. 2021; 29(4): 1471–86. https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2020.12.025
  79. Du Z., Wu T., Liu L., Luo B., Wei C. Extracellular vesicles-derived miR-150-5p secreted by adipose-derived mesenchymal stem cells inhibits CXCL1 expression to attenuate hepatic fibrosis. J. Cell Mol. Med. 2021; 25(2): 701–15. https://doi.org/10.1111/jcmm.16119
  80. Chen L., Chen R., Kemper S., Cong M., You H., Brigstock D.R. Therapeutic effects of serum extracellular vesicles in liver fibrosis. J. Extracell. Vesicles. 2018; 7(1): 1461505. https://doi.org/10.1080/20013078.2018.1461505
  81. Bruno S., Chiabotto G., Camussi G. Extracellular vesicles: a therapeutic option for liver fibrosis. Int. J. Mol. Sci. 2020; 21(12): 4255. https://doi.org/10.3390/ijms21124255
  82. Hwang S., Yang Y.M. Exosomal microRNAs as diagnostic and therapeutic biomarkers in non-malignant liver diseases. Arch. Pharm. Res. 2021; 44(6): 574–87. https://doi.org/10.1007/s12272-021-01338-2
  83. Zhou Y., Wang X., Sun L., Zhou L., Ma T.C., Song L., et al. Toll-like receptor 3-activated macrophages confer anti-HCV activity to hepatocytes through exosomes. FASEB J. 2016; 30(12): 4132–40. https://doi.org/10.1096/fj.201600696R
  84. Fasbender F., Widera A., Hengstler J.G., Watzl C. Natural killer cells and liver fibrosis. Front. Immunol. 2016; 7: 19. https://doi.org/10.3389/fimmu.2016.00019
  85. Neviani P., Wise P.M., Murtadha M., Liu C.W., Wu C.H., Jong A.Y., et al. Natural killer-derived exosomal miR-186 inhibits neuroblastoma growth and immune escape mechanisms. Cancer Res. 2019; 79(6): 1151–64. https://doi.org/10.1158/0008-5472.CAN-18-0779
  86. Wang L., Wang Y., Quan J. Exosomes derived from natural killer cells inhibit hepatic stellate cell activation and liver fibrosis. Hum. Cell. 2020; 33(3): 582–9. https://doi.org/10.1007/s13577-020-00371-5
  87. Target Scan Human. Whitehead Institute for Biomedical Research. Available at: http://www.targetscan.org
  88. Wang L., Wang Y., Quan J. Exosomal miR-223 derived from natural killer cells inhibits hepatic stellate cell activation by suppressing autophagy. Mol. Med. 2020; 26(1): 81. https://doi.org/10.1186/s10020-020-00207-w
  89. Ye H.L., Zhang J.W., Chen X.Z., Wu P.B., Chen L., Zhang G. Ursodeoxycholic acid alleviates experimental liver fibrosis involving inhibition of autophagy. Life Sci. 2020; 242: 117175. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2019.117175
  90. Zhang Y., Hua L., Lin C., Yuan M., Xu W., Raj D.A., et al. Pien-Tze-Huang alleviates CCl4-induced liver fibrosis through the inhibition of HSC autophagy and the TGF-β1/Smad2 pathway. Front. Pharmacol. 2022; 13: 937484. https://doi.org/10.3389/fphar.2022.937484
  91. Avalos P.N., Forsthoefel D.J. An emerging frontier in intercellular communication: extracellular vesicles in regeneration. Front. Cell Dev. Biol. 2022; 10: 849905. https://doi.org/10.3389/fcell.2022.849905
  92. Verweij F.J., Revenu C., Arras G., Dingli F., et al. Live tracking of inter-organ communication by endogenous exosomes in vivo. Dev. Cell. 2019; 48(4): 573–89.e4. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2019.01.004
  93. Matsumoto A., Takahashi Y., Nishikawa M., Sano K., Morishita M., Charoenviriyakul C., et al. Role of phosphatidylserine-derived negative surface charges in the recognition and uptake of intravenously injected B16BL6-derived exosomes by macrophages. J. Pharm. Sci. 2017; 106(1): 168–75. https://doi.org/10.1016/j.xphs.2016.07.022
  94. Wu R., Fan X., Wang Y., Shen M., Zheng Y., Zhao S., et al. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles in liver immunity and therapy. Front. Immunol. 2022; 13: 833878. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.833878
  95. Schorey J.S., Harding C.V. Extracellular vesicles and infectious diseases: new complexity to an old story. J. Clin. Invest. 2016; 126(4): 1181–9. https://doi.org/10.1172/JCI81132
  96. Yao Z., Qiao Y., Li X., Chen J., Ding J., Bai L., et al. Exosomes exploit the virus entry machinery and pathway to transmit alpha interferon-induced antiviral activity. J. Virol. 2018; 92(24): e01578-18. https://doi.org/10.1128/JVI.01578-18
  97. Hassanpour M., Rezaie J., Nouri M., Panahi Y. The role of extracellular vesicles in COVID-19 virus infection. Infect. Genet. Evol. 2020; 85: 104422. https://doi.org/10.1016/j.meegid.2020.104422
  98. Earnest J.T., Hantak M.P., Li K., McCray P.B. Jr., Perlman S., Gallagher T. The tetraspanin CD9 facilitates MERS-coronavirus entry by scaffolding host cell receptors and proteases. PLoS Pathog. 2017; 13(7): e1006546. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1006546
  99. Barberis E., Vanella V.V., Falasca M., Caneapero V., Cappellano G., Raineri D., et al. Circulating exosomes are strongly involved in SARS-CoV-2 infection. Front. Mol. Biosci. 2021; 8: 632290. https://doi.org/10.3389/fmolb.2021.632290
  100. Bansal S., Perincheri S., Fleming T., Poulson C., Tiffany B., Bremner R.M., et al. Cutting edge: circulating exosomes with COVID spike protein are induced by BNT162b2 (Pfizer-BioNTech) vaccination prior to development of antibodies: a novel mechanism for immune activation by mRNA vaccines. J. Immunol. 2021; 207(10): 2405–10. https://doi.org/10.4049/jimmunol.2100637
  101. Sur S., Khatun M., Steele R., Isbell T.S., Ray R., Ray R.B. Exosomes from COVID-19 patients carry tenascin-C and fibrinogen-β in triggering inflammatory signals in cells of distant organ. Int. J. Mol. Sci. 2021; 22(6): 3184. https://doi.org/10.3390/ijms22063184
  102. Mills J.T., Schwenzer A., Marsh E.K., Edwards M.R., Sabroe I., Midwood K.S., et al. Airway epithelial cells generate pro-inflammatory tenascin-C and small extracellular vesicles in response to TLR3 stimuli and rhinovirus infection. Front. Immunol. 2019; 10: 1987. https://doi.org/10.3389/fimmu.2019.01987
  103. Gupta A., Madhavan M.V., Sehgal K., Nair N., Mahajan S., Sehrawat T.S., et al. Extrapulmonary manifestations of COVID-19. Nat. Med. 2020; 26(7): 1017–32. https://doi.org/10.1038/s41591-020-0968-3
  104. Kwon Y., Nukala S.B., Srivastava S., Miyamoto H., Ismail N.I., Jousma J., et al. Detection of viral RNA fragments in human iPSC cardiomyocytes following treatment with extracellular vesicles from SARS-CoV-2 coding sequence overexpressing lung epithelial cells. Stem. Cell Res. Ther. 2020; 11(1): 514. https://doi.org/10.1186/s13287-020-02033-7
  105. Wang J., Chen S., Bihl J. Exosome-mediated transfer of ACE2 (Angiotensin-Converting Enzyme 2) from endothelial progenitor cells promotes survival and function of endothelial cell. Oxid. Med. Cell Longev. 2020; 2020: 4213541. https://doi.org/10.1155/2020/4213541
  106. Cocozza F., Névo N., Piovesana E., Lahaye X., Buchrieser J., Schwartz O., et al. Extracellular vesicles containing ACE2 efficiently prevent infection by SARS-CoV-2 Spike protein-containing virus. J. Extracell. Vesicles. 2020; 10(2): e12050. https://doi.org/10.1002/jev2.12050
  107. El-Shennawy L., Hoffmann A.D., Dashzeveg N.K., McAndrews K.M., Mehl P.J., Cornish D., et al. Circulating ACE2-expressing extracellular vesicles block broad strains of SARS-CoV-2. Nat. Commun. 2022; 13(1): 405. https://doi.org/10.1038/s41467-021-27893-2
  108. Ching K.L., de Vries M., Gago J., Dancel-Manning K., Sall J., Rice W.J., et al. ACE2-containing defensosomes serve as decoys to inhibit SARS-CoV-2 infection. PLoS Biol. 2022; 20(9): e3001754. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3001754
  109. Song J.W., Lam S.M., Fan X., Cao W.J., Wang S.Y., Tian H., et al. Omics-driven systems interrogation of metabolic dysregulation in COVID-19 pathogenesis. Cell Metab. 2020; 32(2): 188–202.e5. https://doi.org/10.1016/j.cmet.2020.06.016
  110. Shenoy G.N., Loyall J., Berenson C.S., Kelleher R.J. Jr., Iyer V., Balu-Iyer S.V., et al. Sialic acid-dependent inhibition of T cells by exosomal ganglioside GD3 in ovarian tumor microenvironments. J. Immunol. 2018; 201(12): 3750–8. https://doi.org/10.4049/jimmunol.1801041
  111. Schnaar R.L. The biology of gangliosides. Adv. Carbohydr. Chem. Biochem. 2019; 76: 113–48. https://doi.org/10.1016/bs.accb.2018.09.002
  112. Fantini J., Chahinian H., Yahi N. Leveraging coronavirus binding to gangliosides for innovative vaccine and therapeutic strategies against COVID-19. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2021; 538: 132–6. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2020.10.015
  113. Hall M.W., Joshi I., Leal L., Ooi E.E. Immune immunomodulation in coronavirus disease 2019 (COVID-19): strategic considerations for personalized therapeutic intervention. Clin. Infect. Dis. 2022; 74(1): 144–8. https://doi.org/10.1093/cid/ciaa904
  114. Holnthoner W., Bonstingl C., Hromada C., Muehleder S., Zipperle J., Stojkovic S., et al. Endothelial cell-derived extracellular vesicles size-dependently exert procoagulant activity detected by thromboelastometry. Sci. Rep. 2017; 7(1): 3707. https://doi.org/10.1038/s41598-017-03159-0
  115. Balbi C., Burrello J., Bolis S., Lazzarini E., Biemmi V., Pianezzi E., et al. Circulating extracellular vesicles are endowed with enhanced procoagulant activity in SARS-CoV-2 infection. EBioMedicine. 2021; 67: 103369. https://doi.org/10.1016/j.ebiom.2021.103369
  116. Cappellano G., Raineri D., Rolla R., Giordano M., Puricelli C., Vilardo B., et al. Circulating platelet-derived extracellular vesicles are a hallmark of SARS-Cov-2 infection. Cells. 2021; 10(1): 85. https://doi.org/10.3390/cells10010085
  117. Tahyra A.S.C., Calado R.T., Almeida F. The role of extracellular vesicles in COVID-19 pathology. Cells. 2022; 11(16): 2496. https://doi.org/10.3390/cells11162496
  118. Yang C.W., Chen R.D., Zhu Q.R., Han S.J., Kuang M.J. Efficacy of umbilical cord mesenchymal stromal cells for COVID-19: A systematic review and meta-analysis. Front. Immunol. 2022; 13: 923286. https://doi.org/10.3389/fimmu.2022.923286
  119. Tan M.I., Alfarafisa N.M., Septiani P., Barlian A., Firmansyah M., Faizal A., et al. Potential cell-based and cell-free therapy for patients with COVID-19. Cells. 2022; 11(15): 2319. https://doi.org/10.3390/cells11152319
  120. Bari E., Ferrarotti I., Saracino L., Perteghella S., Torre M.L., Richeldi L., et al. Mesenchymal stromal cell secretome for post-COVID-19 pulmonary fibrosis: a new therapy to treat the long-term lung sequelae? Cells. 2021; 10(5): 1203. https://doi.org/10.3390/cells10051203
  121. Gardin C., Ferroni L., Chachques J.C., Zavan B. Could mesenchymal stem cell-derived exosomes be a therapeutic option for critically ill COVID-19 patients? J. Clin. Med. 2020; 9(9): 2762. https://doi.org/10.3390/jcm9092762
  122. Perets N., Hertz S., London M., Offen D. Intranasal administration of exosomes derived from mesenchymal stem cells ameliorates autistic-like behaviors of BTBR mice. Mol. Autism. 2018; 9: 57. https://doi.org/10.1186/s13229-018-0240-6
  123. Elahi F.M., Farwell D.G., Nolta J.A., Anderson J.D. Preclinical translation of exosomes derived from mesenchymal stem/stromal cells. Stem. Cells. 2020; 38(1): 15–21. https://doi.org/10.1002/stem.3061
  124. Allan D., Tieu A., Lalu M., Burger D. Mesenchymal stromal cell-derived extracellular vesicles for regenerative therapy and immune modulation: Progress and challenges toward clinical application. Stem. Cells Transl. Med. 2020; 9(1): 39–46. https://doi.org/10.1002/sctm.19-0114
  125. Dinh P.C., Paudel D., Brochu H., Popowski K.D., Gracieux M.C., Cores J., et al. Inhalation of lung spheroid cell secretome and exosomes promotes lung repair in pulmonary fibrosis. Nat. Commun. 2020; 11(1): 1064. https://doi.org/10.1038/s41467-020-14344-7
  126. Cocozza F., Névo N., Piovesana E., Lahaye X., Buchrieser J., Schwartz O., et al. Extracellular vesicles containing ACE2 efficiently prevent infection by SARS-CoV-2 Spike protein-containing virus. J. Extracell. Vesicles. 2020; 10(2): e12050. https://doi.org/10.1002/jev2.12050
  127. Inal J.M. Decoy ACE2-expressing extracellular vesicles that competitively bind SARS-CoV-2 as a possible COVID-19 therapy. Clin. Sci. (Lond). 2020; 134(12): 1301–4. https://doi.org/10.1042/CS20200623
  128. Askenase P.W. COVID-19 therapy with mesenchymal stromal cells (MSC) and convalescent plasma must consider exosome involvement: Do the exosomes in convalescent plasma antagonize the weak immune antibodies? J. Extracell. Vesicles. 2020; 10(1): e12004. https://doi.org/10.1002/jev2.12004
  129. Rezabakhsh A., Mahdipour M., Nourazarian A., Habibollahi P., Sokullu E., Avci Ç.B., et al. Application of exosomes for the alleviation of COVID-19-related pathologies. Cell Biochem. Funct. 2022; 40(5): 430–8. https://doi.org/10.1002/cbf.3720
  130. Sengupta V., Sengupta S., Lazo A., Woods P., Nolan A., Bremer N. Exosomes derived from bone marrow mesenchymal stem cells as treatment for severe COVID-19. Stem. Cells Dev. 2020; 29(12): 747–54. https://doi.org/10.1089/scd.2020.0080
  131. Kuate S., Cinatl J., Doerr H.W., Uberla K. Exosomal vaccines containing the S protein of the SARS coronavirus induce high levels of neutralizing antibodies. Virology. 2007; 362(1): 26–37. https://doi.org/10.1016/j.virol.2006.12.011
  132. Sharma K., Koirala A., Nicolopoulos K., Chiu C., Wood N., Britton P.N. Vaccines for COVID-19: Where do we stand in 2021? Paediatr. Respir. Rev. 2021; 39: 22–31. https://doi.org/10.1016/j.prrv.2021.07.001
  133. Wang Z., Popowski K.D., Zhu D., de Juan Abad B.L., Wang X., Liu M., et al. Exosomes decorated with a recombinant SARS-CoV-2 receptor-binding domain as an inhalable COVID-19 vaccine. Nat. Biomed. Eng. 2022; 6(7): 791–805. https://doi.org/10.1038/s41551-022-00902-5
  134. Altan-Bonnet N. Extracellular vesicles are the Trojan horses of viral infection. Curr. Opin. Microbiol. 2016; 32: 77–81. https://doi.org/10.1016/j.mib.2016.05.004
  135. Badierah R.A., Uversky V.N., Redwan E.M. Dancing with Trojan horses: an interplay between the extracellular vesicles and viruses. J. Biomol. Struct. Dyn. 2021; 39(8): 3034–60. https://doi.org/10.1080/07391102.2020.1756409
  136. Sun L., Wang X., Zhou Y., Zhou R.H., Ho W.Z., Li J.L. Exosomes contribute to the transmission of anti-HIV activity from TLR3-activated brain microvascular endothelial cells to macrophages. Antiviral. Res. 2016; 134: 167–71. https://doi.org/10.1016/j.antiviral.2016.07.013
  137. Welch J.L., Kaddour H., Schlievert P.M., Stapleton J.T., Okeoma C.M. Semen exosomes promote transcriptional silencing of HIV-1 by disrupting NF-κB/Sp1/Tat circuitry. J. Virol. 2018; 92(21): e00731-18. https://doi.org/10.1128/JVI.00731-18
  138. Chen J., Li C., Li R., Chen H., Chen D., Li W. Exosomes in HIV infection. Curr. Opin. HIV AIDS. 2021; 16(5): 262–70. https://doi.org/10.1097/COH.0000000000000694
  139. Abraham A., Krasnodembskaya A. Mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles for the treatment of acute respiratory distress syndrome. Stem. Cells. Transl. Med. 2020; 9(1): 28–38. https://doi.org/10.1002/sctm.19-0205
  140. Popowski K.D., Dinh P.C., George A., Lutz H., Cheng K. Exosome therapeutics for COVID-19 and respiratory viruses. View (Beijing). 2021; 2(3): 20200186. https://doi.org/10.1002/VIW.20200186
  141. Rangel-Ramírez V.V., González-Sánchez H.M., Lucio-García C. Exosomes: from biology to immunotherapy in infectious diseases. Infect. Dis. (Lond). 2023; 55(2): 79–107. https://doi.org/10.1080/23744235.2022.2149852

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Содержимое экзосом и биомаркеры. В верхней половине – основные маркеры экзосом, представленные мембранными белками – тераспанинами CD9, CD63, CD81 и флотиллинами; липидами – церамидами, а также компонентами клеточной системы ESCRT (Endosomal Sorting Complex Required for Transport): Alix (apoptosis-linked gene 2 interacting protein X) и TSG-101 – продукт Tumor Susceptibility Gene 101 (tsg101). В нижней половине – вирусные компоненты, которые захватываются экзосомами в заражённых клетках, – геномные ДНК или РНК, вирусные структурные и неструктурные белки и вирионы.

Скачать (103KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Схема биогенеза экзосом и участие клеточных белков семейства Rab. Молекулы и микрочастицы, проникающие в клетку путём эндоцитоза, условно обозначены как зелёный треугольник и жёлтый кружок. Rab5 участвует в слиянии эндоцитированных везикул с образованием ранней эндосомы (РЭ); Rab5 и Rab4 – транспорт к поздней эндосоме (ПЭ); Rab1 регулирует транспорт от эндоплазматического ретикулума (ЭР) к комплексу Гольджи (КГ). Rab2 участвует в рециркуляции и ретроградном транспорте от КГ обратно к ЭР. Rab6 регулирует перемещения внутри КГ. Rab7 регулирует эндосомальный транспорт от ПЭ и мультивезикулярных телец (МВТ) к лизосоме. Rab4 и Rab11, а также Rab 9 и Rab 25 регулируют переработку содержимого в рециклирующих эндосомах (РЦЭ) и транспортировку к плазматической мембране (ПМ). Rab27a и Rab35 участвуют в стыковке МВТ с плазматической мембраной; Rab 11 и Rab35 – в высвобождении везикул. В секреции везикул участвуют также Rab5a и Rab9a, усиливая выход экзосом.

Скачать (162KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Схематическое представление передачи вируса гепатита С через экзосомы. В сыворотках крови пациентов с гепатитом С обнаружены экзосомы, содержащие РНК ВГС в комплексе с микроРНК (miR-122), белком теплового шока HSP90 и белком argonaute-2 (Ago2). Экзосомы способны проникать в незаражённые клетки, в том числе в гепатоциты, путём эндоцитоза. В гепатоцитах, захвативших экзосомы, содержащие вирусную РНК, наблюдается продуктивная ВГС-инфекция, которая может передаваться через вирусные частицы в высвобождающихся экзосомах. Таким образом, распространение вируса возможно через экзосомы, минуя клеточные рецепторы. НК – нуклеокапсид ВГС, ЭР – эндоплазматический ретикулум, КГ – комплекс Гольджи, МВТ – мультивезикулярные тельца (по T.N. Bukong и соавт. [59]).

Скачать (140KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Экзосомы из клеток натуральных киллеров (NK) снижают уровень экспериментального фиброза печени. Неактивные стеллатные клетки печени человека линии LX-2 активировали с помощью TGF-β1 и затем обрабатывали экзосомами, выделенными из клеток NK – NK-Exo. В результате активность стеллатных клеток была подавлена. Введение NK-Exo мышам с экспериментально вызванным фиброзом приводило к снижению уровня фиброза. Антифиброзное действие NK-Exo ассоциировалось с высоким уровнем экспрессии микроРНК miR-223, направленной на белок аутофагии ATG7 и подавление его функции. Блокада аутофагии вызывала снижение уровня фиброза печени (по L. Wang и соавт. [86, 88]).

Скачать (110KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Участие экзосом в патогенезе COVID-19: а – экзосомы, секретируемые клетками, инфицированными SARS-CoV-2, обогащены тенасцином-С (TNC) и фибриногеном-β (FGB) и, проникая в гепатоциты, инициируют продукцию TNF-α, IL-6 и CCL5 в гепатоцитах (по S. Sur и соавт. [101]); б – экзосомы, содержавшие гены SARS-CoV-2, вносили в культуру кардиомиоцитов и наблюдали в них экспрессию вирусных генов и значительное увеличение экспрессии генов провоспалительных цитокинов и хемокинов (по Y. Kwon и соавт. [104]); в – клеточный рецептор АСЕ2, взаимодействует с рецептор-связывающим доменом (RBD) S-белка SARS-CoV-2, что вызывает заражение клеток (слева); в крови пациентов с COVID-19 обнаружили экзосомы, содержащие ACE2, и показали, что они конкурируют с клеточным рецептором ACE2, блокируя связывание S-белка с ACE2 клеток и нейтрализуя инфекционную активность вируса (справа) (по L. El-Shennawy и соавт. [107]); г – в сыворотках крови пациентов с COVID-19 обнаружили увеличение количества экзосом, несущих на поверхности ганглиозиды GM3, присутствие которых сопровождалось увеличением С-реактивного белка (СРБ), интерлейкина 6 (IL-6) и скорости оседания эритроцитов (СОЭ), снижением количества CD4+-клеток, а также коррелировало со степенью тяжести заболевания (по J.W. Song и соавт. [109]); д – экзосомы, высвобождающиеся из эндотелиальных клеток и тромбоцитов в циркуляцию у пациентов с COVID-19, содержат активные молекулы CD142 и обладают повышенной провоспалительной и прокоагулянтной активностью, прямо связаны с тяжестью заболевания (по W. Holnthoner и соавт. [114] и C. Balbi и соавт. [115]).

Скачать (335KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Схематическое изображение получения и действия ингаляционной вакцины против SARS-CoV-2. S-белок SARS-CoV-2 содержит домен, связывающий рецептор (RBD). Получен рекомбинантный белок RBD (rRBD). Методом малоинвазивной биопсии и трехмерного культивирования получали клетки лёгкого человека, из которых выделяли экзосомы. Экзосомы конъюгировали с rRBD SARS-CoV-2, который локализовался на мембране экзосомы. Путем ингаляции экзосомы вводили мышам и хомякам. У мышей экзосомная вакцина вызывала индукцию анти-RBD антител классов IgG и мукозных – IgA, увеличение количества клеток CD4+ и CD8+ и клиренс вируса после заражения SARS-CoV-2. У хомяков вакцина ослабляла тяжелую пневмонию, вызванную коронавирусом (по Z. Wang и и соавт. [186], модифицировано).

Скачать (103KB)
Метаданные

© Кущ А.А., Иванов А.В., 2023

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».