РОЛЬ ФОСФОЛИПИДНЫХ ПРОИЗВОДНЫХ ЦИКЛОДЕКСТРИНОВ В ФОРМИРОВАНИИ СТАБИЛЬНЫХ ЛИПИДНЫХ НАНОЧАСТИЦ ДЛЯ ДОСТАВКИ ЛЕКАРСТВЕННЫХ ПРЕПАРАТОВ

Обложка
  • Авторы: Белицкая Е.Д.1,2, Олейников В.А.1,3, Залыгин А.В.1,4
  • Учреждения:
    1. ФГБУНГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН
    2. ФГАОУ ВО “Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)”
    3. Национальный исследовательский ядерный университет “МИФИ”
    4. ФГБУН “Физический институт им. П.Н. Лебедева” РАН, Троицкое обособленное подразделение, включающее “Троицкий Технопарк ФИАН”
  • Выпуск: Том 51, № 3 (2025)
  • Страницы: 375-387
  • Раздел: Статьи
  • URL: https://ogarev-online.ru/0132-3423/article/view/307848
  • DOI: https://doi.org/10.31857/S0132342325030013
  • EDN: https://elibrary.ru/KPZLST
  • ID: 307848

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Рассмотрены физические методы исследования структурных характеристик комплексов включения супрамеров фосфолипидных производных циклодекстринов. Эта модификация придает циклодекстрину дополнительные структурные особенности, повышая его растворимость и стабильность в водных средах. Подобные новые соединения могут самособираться в водной среде в различные типы супрамолекулярных нанокомплексов. Биомедицинские применения предусмотрены для наноинкапсулирования молекул лекарственных средств в гидрофобных межцепочечных объемах и нанополостях амфифильных циклодекстринов (служащих в качестве носителей лекарственных средств или фармацевтических вспомогательных веществ), противоопухолевой фототерапии, доставки генов, а также для защиты нестабильных активных ингредиентов путем комплексообразования включений в наноструктурированных средах. Основное внимание уделяется изучению морфологии наночастиц, т.к. эффективные системы доставки должны соответствовать определенным требованиям. Классические физические методы не могут дать подробной информации о свойствах потенциальных структур для применения в биомедицине. Для этого необходим поиск новых неинвазивных подходов.

Об авторах

Е. Д. Белицкая

ФГБУНГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; ФГАОУ ВО “Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)”

Email: belitskayakatya@yandex.ru
Россия, 117997 Москва; Россия, 141701 Долгопрудный

В. А. Олейников

ФГБУНГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; Национальный исследовательский ядерный университет “МИФИ”

Россия, 117997 Москва; Россия, 115409 Москва

А. В. Залыгин

ФГБУНГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН; ФГБУН “Физический институт им. П.Н. Лебедева” РАН, Троицкое обособленное подразделение, включающее “Троицкий Технопарк ФИАН”

Россия, 117997 Москва; Россия, 108840 Москва

Список литературы

  1. Spencer D.S., Puranik A.S., Peppas N.A. // Curr. Opin. Chem. Eng. 2015. V. 7. P. 84-92. https://doi.org/10.1016/j.coche.2014.12.003
  2. Hassan S., Prakash G., Ozturk A., Saghazadeh S., Sohail M.F., Seo J., Dokmeci M., Zhang Y.S., Khademhosseini A. // Nano Today. 2017. V. 15. P. 91-106. https://doi.org/10.1016/j.nantod.2017.06.008
  3. Singh R., Lillard J.W. // Exp. Mol. Pathol. 2009. V. 86. P. 215-223. https://doi.org/10.1016/j.yexmp.2008.12.004
  4. Hu C.M.J., Fang R.H., Luk B.T., Zhang L. // Nanoscale. 2014. V. 6. P. 65-75. https://doi.org/10.1039/C3NR05444F
  5. Lakkakula J.R., Krause R.W.M. // Nanomedicine. 2014. V. 9. P. 877-894. https://doi.org/10.2217/nnm.14.41
  6. Crini G. // Chem. Rev. 2014. V. 114. P. 10940-10975. https://doi.org/10.1021/cr500081p
  7. Biwer A., Antranikian G., Heinzle E. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 59. P. 609-617. https://doi.org/10.1007/s00253-002-1057-x
  8. Bonnet V., Gervaise C., Djedaïni-Pilard F., Furlan A., Sarazin C. // Drug Discov. Today. 2015. V. 20. P. 1120- 1126. https://doi.org/10.1016/j.drudis.2015.05.008
  9. Mazzaglia A., Bondì M.L., Scala A., Zito F., Barbieri G., Crea F., Vianelli G., Mineo P., Fiore T., Pellerito C., Pellerito L., Costa M.A. // Biomacromolecules. 2013. V. 14. P. 3820-3829. https://doi.org/10.1021/bm400849n
  10. Aranda C., Urbiola K., Méndez Ardoy A., García Fernández J.M., Ortiz Mellet C., de Ilarduya C.T. // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2013. V. 85. P. 390-397. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2013.06.011
  11. Roux M., Sternin E., Bonnet V., Fajolles C., Djedaïni-Pilard F. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 3677-3687. https://doi.org/10.1021/la304524a
  12. Niikura K., Matsunaga T., Suzuki T., Kobayashi S., Yamaguchi H., Orba Y., Kawaguchi A., Hasegawa H., Kajino K., Ninomiya T., Ijiro K., Sawa H. // ACS Nano. 2013. V. 7. P. 3926-3938. https://doi.org/10.1021/nn3057005
  13. Docter D., Westmeier D., Markiewicz M., Stolte S., Knauer S.K., Stauber R.H. // Chem. Soc. Rev. 2015. V. 44. P. 6094-6121. https://doi.org/10.1039/c5cs00217f
  14. Gervaise C., Bonnet V., Wattraint O., Aubry F., Sarazin C., Jaffrès P.A., Djedaïni-Pilard F. // Biochimie. 2015. V. 94. P. 66-74. https://doi.org/10.1016/j.biochi.2011.09.005
  15. Zerkoune L., Angelova A., Lesieur S. // Nanomaterials (Basel). 2014. V. 4. P. 741-765. https://doi.org/10.3390/nano4030741
  16. Auzély-Velty R., Djedaïni-Pilard F., Désert S., Perly B., Zemb T.H. // Langmur. 2000. V. 16. P. 3727-3734. https://doi.org/10.1021/la991361z
  17. Nozaki T., Maeda Y., Ito K., Kitano H. // Macromolecules. 1995. V. 28. P. 522-524. https://doi.org/10.1021/ma00106a016
  18. Kauscher U., Stuart M.C.A., Druc ker P., Galla H.-J., Ravoo B.J. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 7377-7383. https://doi.org/10.1021/la3045434
  19. Erdogar N., Esendaglı G., Nielsen T.T., Şen M., Öner L., Bilensoy E. // Int. J. Pharm. 2016. V. 509. P. 375-390. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2016.05.040
  20. Shao S., Si J., Tang J., Sui M., Shen Y. // Macromolecules. 2014. V. 47. P. 916-921. https://doi.org/10.1021/ma4025619
  21. Moutard S., Perly B., Godé P., Demailly G., Djedaïni-Pilard F. // J. Incl. Phenom. 2002. V. 44. P. 317 -322.
  22. Geze A., Choisnard L., Putaux J.L., Wouessidjewe D. // Mater. Sci. Eng. 2009. V. 29. P. 458-462. https://doi.org/10.1016/j.msec.2008.08.027
  23. Pedersen N.R., Kristensen J.B., Bauw G., Ravoo B.J., Darcy R., Larsena K.L., Pedersen L.H. // Tetrahedron Asymmetry. 2005. V. 16. P. 615-622. https://doi.org/10.1016/j.tetasy.2004.12.009
  24. Yaméogo J.B., Geze A., Choisnard L., Putaux J.L., Gansané A., Sirima S.B., Semdé R., Wouessidjewe D. // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2012. V. 80. P. 508-517. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2011.12.007
  25. Essa S., Rabanel J.M., Hildgen P. // Int. J. Pharm. 2010. V. 388. P. 263-273. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2009.12.059
  26. Bhattacharjee S. // J. Control. Release. 2016. V. 235. P. 337-351. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2016.06.017
  27. Lesieur S., Charon D., Lesieur P., Ringard-Lefebvre C., Muguet V., Duchêne D., Wouessidjewe D. // Chem. Phys. Lipids. 2000. V. 106. P. 127-144. https://doi.org/10.1016/S0009-3084(00)00149-3
  28. Kasselouri A., Coleman A.W., Baszkin A. // J. Colloid Interface Sci. 1996. V. 180. P. 384-397. https://doi.org/10.1006/jcis.1996.0317
  29. LoPresti C., Massignani M., Fernyhough C., Blanazs A., Ryan A.J., Madsen J., Warren N.J., Armes S.P., Lewis A.L., Chirasatitsin S., Engler A.J., Battaglia G. // ACS Nano. 2011. V. 5. P. 1775-1784. https://doi.org/10.1021/nn102455z
  30. Putaux J.L., Lancelon-Pin C., Legrand F.X., Pastrello M., Choisnard L., Gèze A., Rochas C., Wouessidjewe D. // Langmuir. 2017. V. 33. P. 7917-7928. https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.7b01136
  31. Oliva E., Mathiron D., Rigaud S., Monflier E., Sevin E., Bricout H., Tilloy S., Gosselet F., Fenart L., Bonnet V., Pilard S., Diedaini-Pilard F. // Biomolecules. 2020. V. 10. P. 339. https://doi.org/10.3390/biom10020339
  32. Feigin L.A., Svergun D.I. // Structure Analysis by Small-Angle X-Ray and Neutron Scattering. New York: Plenum Press, 1987. V. 1. P. 14-15. https://link.springer.com/book/10.1007/978-1-47576624-0
  33. Auzély-Velty R., Perly B., Taché O., Zemb T., Jéhan P., Guenot P., Dalbiez J.-P., Djedaıni-Pilard F. // Carbohydr. Res. 1999. V. 318. P. 82-90. https://doi.org/10.1016/S0008-6215(99)00086-5
  34. Roling O., Wendeln C., Kauscher U., Seelheim P., Galla H.-J., Ravoo B.J. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 10174-10182. https://doi.org/10.1021/la4011218
  35. Choisnard L., Gèze A., Putaux J.L., Wong Y.S., Wouessidjewe D. // Biomacromolecules. 2006. V. 7. P. 515- 520. https://doi.org/10.1021/bm0507655
  36. Godinho B.M.D.C., Ogier J.R., Darcy R., O’Driscoll C.M., Cryan J.F. // Mol. Pharm. 2013. V. 10. P. 640-649. https://doi.org/10.1021/mp3003946
  37. Chen P., Hub J.S. // Biophys. J. 2015. V. 108. P. 2573- 2584. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2015.03.062
  38. Vaskan I.S., Prikhodko A.T., Petoukhov M.V., Shtykova E.V., Bovin N.V., Tuzikov A.B., Oleinikov V.A., Zalygin A.V. // Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 2023. V. 224. P. 113183. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2023.113183
  39. Zalygin A., Solovyeva D., Vaskan I., Henry S., Schaefer M., Volynsky P., Tuzikov A., Korchagina E., Ryzhov I., Nizovtsev A., Mochalov K., Efremov R., Shtykova E., Oleinikov V., Bovin N. // ChemistryOpen. 2020. V. 9. P. 641-648. https://doi.org/10.1002/open.201900276
  40. Zhou X., Liang J.F. // J. Photochem. Photobiol. A Chemistry. 2017. V. 349. P. 124-128. https://doi.org/10.1016/j.jphotochem.2017.09.032

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).