Иммунизация самцов мышей BALB/c и C57BL/6 изменяет состав их мочи и реакцию самок на ее запах

Полный текст

ВВЕДЕНИЕ

Данные многочисленных исследований свидетельствуют о том, что выбор самкой полового партнера носит селективный характер, и ключевую роль в этом выборе играют физиологические механизмы дистанционной рецепции [1–3]. В зависимости от таксономической принадлежности и видоспецифического образа жизни самки используют зрительные, слуховые или ольфакторные анализаторы при выборе полового партнера [2, 4].

У видов, населяющих большие территории и не имеющих постоянных частых встреч с конспецификами, основой коммуникации часто являются хемосигналы, состоящие из летучих и нелетучих соединений. Хемосигналы рассматриваются как наиболее древняя и широко распространенная форма межполового взаимодействия практически всех таксонов животных [5]. У грызунов ведущую роль в дистантной оценке территориальных соперников, а также в оценке потенциальных брачных партнеров, играют запаховые метки. По запаху конспецифика грызуны способны определить его пол, возраст, генетический фон, диету, социальный и репродуктивный статус, а также физиологическое состояние [2, 6–10].

Способность к распознаванию и избеганию зараженных особей играет ключевую роль в механизмах поведенческой защиты от инфекций, которые направлены на ограничение контактов, включая и половые взаимодействия, между больными и здоровыми животными [11]. Многочисленные исследования показали, что грызуны могут определить по запаху заражённого конспецифика [1, 6, 8, 11–13]. При этом, несмотря на паразит-зависимое разнообразие клинических проявлений иммунизации, у самцов мышей, зараженных разными видами гельминтов [12], бактериями [6] и вирусом гриппа [1], наблюдается однонаправленное снижение ольфакторной привлекательности. По всей видимости, в основе данного явления лежат изменения в организме, связанные с работой иммунной системы.

Оказалось, что активация защитных функций организма тимус-зависимыми антигенами является достаточным условием для изменения хемосигналов грызунов [14]. Например, введение эритроцитов барана приводит к снижению половой привлекательности загрязненной подстилки самцов мышей и джунгарских хомячков [13, 15]. Активация врожденного или приобретенного иммунного ответа у самцов мышей или крыс снижает привлекательность их мочи для половозрелых самок, предупреждая их о заболевании [14, 15, 16].

Иммунный ответ развивается с течением времени, и его влияние на хемосигналы животных также не остается постоянным. Хемосигналы иммунизированных самцов меняются на 3-и сутки после введения чужеродного антигена, что совпадает с началом продукции антител [15, 16]. Значительное снижение запаховой привлекательности иммунизированных самцов происходит при обнаружении интенсивной пролиферации специфических клонов В-лимфоцитов [17]. Это период, когда в иммунный ответ вкладывается наибольшее количество метаболических ресурсов [18]. Развитие иммунного ответа связано с выработкой как провоспалительных, так и противовоспалительных цитокинов. Показано, что провоспалительные цитокины преобладают в первые 1–3 дня иммунного ответа, а наработка противовоспалительных цитокинов начинает увеличиваться в последующие дни [19]. Внутрибрюшинное и внутрижелудочковое введение бактериального липополисахарида (ЛПС), а также провоспалительного цитокина IL-1β (цитокин Th1) приводит к снижению привлекательности запаха у крыс-самцов, но эффект ЛПС можно устранить внутрижелудочковой инъекцией противовоспалительного цитокина (Th2) — IL-10 [8].

Среди десятков работ, касающихся изучения запаховых различий между животными с разными генотипами, существует не так много работ, относящихся к поиску летучих маркёров физиологического состояния животных. На данный момент изучены различия, связанные с половым созреванием, стрессом, особенностями суточного ритма и влиянием диеты с высоким содержанием жиров [7, 20]. Эти работы демонстрируют, что летучие вещества, содержащиеся в моче мышей, отражают практически любые изменения в состоянии организма.

Летучие органические соединения в моче определяют привлекательность запаха [9, 21, 22] и различаются у животных с разными генами MHC [2, 20]. Также было показано, что воспаления различной этиологии наиболее сильно влияют на спектр ЛОС у людей [23, 24]. Все эти данные позволяют предположить, что генетически разные организмы с разными типами иммунных реакций будут различаться по профилю ЛОС и привлекательности для конспецификов, независимо от типа используемого антигена.

Иммунный ответ значительно варьируется у разных особей в том числе из-за преобладания либо Th1, клеточно-опосредованного иммунного ответа, либо Th2, гуморального ответа [25]. Чтобы учесть различия Th1 и Th2 в иммунном ответе, мы исследовали изменения ЛОС в моче и запаховую привлекательность на фоне антигенной стимуляции введением KLH у самцов инбредной линии мышей C57BL/6, которая характеризуются преимущественно Th1 типом иммунного реагирования, и инбредной линии BALB/c, у которой показано преобладание Th2 пути [26]. Для иммунизации был выбран гемоцианин улитки (KLH) — антиген, обычно используемый в качестве нереплицируемого активатора гуморального иммунного ответа у млекопитающих и птиц [14, 27].

МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Животные и условия содержания

Исследованные животные, свободные от видоспецифичных патогенов (SPF-статуса), были рождены, выращены и на протяжении всего эксперимента содержались в SPF-виварии Центра генетических ресурсов лабораторных животных Института цитологии и генетики Сибирского отделения РАН (RFMEFI62119X0023). Инбредные мыши C57BL/6 (52 самок, 20 самцов) и BALB/c (55 самок, 19 самцов) в возрасте 8–10 недель к началу исследования, содержались группами по 3 особи в индивидуально вентилируемых клетках (OptiMice, Animal Care, США), со свободным доступом к воде и гранулированному корму для лабораторных грызунов. В комнатах содержания поддерживали искусственный фотопериод 14С:10Т, температуру 22–24°С и относительную влажность 30–70%. В качестве подстилочного материала использовали березовые гранулы. Корм и подстилочный материал поступали к животным после стерилизации методом автоклавирования при температуре 121°С. Воду очищали при помощи фильтрационной системы Millipore. Загрязненную подстилку из клеток самцов ежедневно добавляли в клетки самкам той же линии, для поддержания устойчивых эстральных циклов.

Иммунизация и сбор образцов мочи

Мочу собирали у интактных самцов обеих линий через 6 ч после начала световой фазы. Сразу после сбора мочи животным внутрибрюшинно вводили либо 50 мкг гемоцианина (KLH — Keyhole Limpet Hemocyanin, Sigma), либо физиологический раствор (контроль). Через 3 дня после инъекции был взят еще один образец мочи. Самцов помещали на чашку Петри, выделение мочи при отсутствии мочеиспускания стимулировали путем поглаживания в нижней части живота. Все собранные образцы незамедлительно замораживали и хранили при температуре –80°С в течение 4–6 недель до последующего тестирования.

Газовая хроматография и масс-спектрометрия образцов мочи

Хромато-масс-спектрометрическим анализом исследовали 20 проб мочи (по 5 самцов каждой линии до и после иммунизации) и 8 проб воздуха в помещении. Для концентрирования пробы использовали трубку — концентратор из нержавеющей стали с сорбентом Tenax TA. Пробу объемом 20 мкл переносили в стеклянную виалу, объемом 4 мл и продували аргоном с объемной скоростью 40 мл/мин при температуре 60°С. Поток аргона с парами пробы через кварцевый капилляр подавался в трубку-концентратор, где происходила адсорбция компонентов пробы на сорбенте концентратора. Время адсорбции — 20 мин. Температура сорбции — 25°С. Для ввода пробы в хроматографическую колонку использовали термодесорбер UNITY Series2 (Markes), температура десорбции — 250°С. Для анализа проб воздуха через сорбционную трубку при помощи воздушного аспиратора продували воздух со скоростью 40 мл/мин в течение 20 мин.

Хроматографирование проводили на газовом хроматографе Agilent 7890A GC с колонкой HP-5MS длиной 30 м, диаметром 0.25 мм, толщиной пленки неподвижной жидкой фазы (5% — дифенилполисилоксан, 95% — диметилполисилоксан) 0.25 мм. Условия: 3 мин при температуре 40°С, затем повышение температуры со скоростью 7°/мин до 250°С. Хроматограммы записывали в режиме полного ионного тока в диапазоне масс 30 — 500. В качестве детектора использовали масс-спектрометр Agilent 7000 Series Triple Quadrupole GC/MS. Полученные масс-спектры веществ сопоставляли с базой данных NIST08 программой библиотечного поиска MassHunter.

Поведенческое тестирование

Тестируемую мочу самцов размораживали в течение 1 ч при комнатной температуре. Далее подготавливали стимул: 20 мкл мочи наносили на фильтровальную бумагу размером 5 мм × 30 мм и помещали в усеченный на 5 мм наконечник для автоматической пипетки объемом 1 мл. Верх наконечника закрывали плотным шариком из ваты. Данные манипуляции проводили для того, чтобы у самки не было прямого доступа к моче: таким образом, самка могла анализировать только летучие соединения мочи. Самки исследовали мочу самцов только своей линии.

За сутки до тестирования самок рассаживали индивидуально. При тестировании стимул помещали в углу домашней клетки животного, на расстоянии по 5 см от ближайших стенок, закрепляя прищепками на крышке клетки таким образом, чтобы мышь могла дотянуться до кончика пипетки для обнюхивания. Тестирование проводили в течение 10 мин, в темную фазу при красном освещении, результаты записывали на видеокамеру. Каждый стимул предъявляли трем разным самкам для увеличения надежности получаемых статистических данных. Каждая самка получила только один образец и участвовала в тестировании только один раз. Видеозаписи анализировали при помощи авторской программы, отмечая время и количество актов обнюхивания образца, груминга и рытья подстилки.

Сразу после каждого ольфакторного тестирования у самок определяли стадию эстрального цикла [28], так как известно, что стадия цикла самки может оказать влияние на её поведение в ольфакторных тестах [3]. Полученные данные центрировали, вычитая из времени обнюхивания каждой самки среднегрупповое значение времени обнюхивания, рассчитанное для каждой из 4-х стадий цикла и прибавляя среднее, рассчитанное без учета стадии цикла. Аналогичное преобразование проводили для груминга и рытья подстилки.

Статистический анализ

Статистический анализ полученных данных был выполнен с использованием пакета STATISTICA 6.0. Для выбора используемых статистических методов устанавливали нормальность распределения признаков по критерию Колмогорова–Смирнова. Все полученные в исследовании зависимые переменные оказались нормально распределенными. Равенство дисперсий анализировали с помощью критерия Левене, который показал однородность дисперсий для величин пиков химических соединений (p > 0.05). Самки двух линий достоверно отличалось по дисперсии поведенческих признаков (время обнюхивания, рытья подстилки и груминга), тогда как внутри линий дисперсия исследованных групп не различались.

Относительное содержание ЛОС в пробах мочи и воздухе лабораторного помещения сравнивали с помощью t-критерия Стьюдента. Изменения в содержании отдельных компонентов анализировали при помощи дисперсионного анализа с повторными измерениями (ANOVA Repeated measures). Для интегральной характеристики паттернов ЛОС число исходных переменных было уменьшено с помощью дискриминантного анализа частичных наименьших квадратов (PLS DA), который широко используется в биологических и медицинских исследованиях, поскольку позволяет максимизировать разделение между группами наблюдения [29]. PLS DA строит модель линейной регрессии, проецируя переменные в новое пространство, где Y является категориальной переменной [30]. Затем проводили двухфакторный дисперсионный анализ со значениями Y в качестве зависимой переменной, чтобы оценить распределение экспериментальных групп в пространстве осей.

Для анализа результатов поведенческого тестирования использовали двухфакторный дисперсионный анализ, с факторами «генотип» и «иммунизация». Апостериорные сравнения проводили при помощи критерия Тьюки (HSD-test). Поскольку количество и продолжительность поведенческих актов достоверно коррелировали друг с другом (обнюхивание r = 0.85, p < 0.001; груминг r = 0.67, p < 0.001; рытье подстилки r = 0,94, p < 0.001), в последующем анализе использовали только продолжительность данных актов. Для оценки взаимосвязей между изучаемыми признаками использовали коэффициент корреляции Пирсона.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Поведенческая дискриминация стимулов от контрольных и антиген-стимулированных самцов

Двухфакторный дисперсионный анализ данных ольфакторного теста показал, что реакции самок мышей BALB/c значительно отличались от самок мышей C57BL/6 по всем трем параметрам поведения, оцененным в ольфакторном тесте (табл. 1).

 

Таблица 1. Влияние на поведение самок генотипа и иммунного статуса донора мочи (двухфакторный дисперсионный анализ ANOVA)

	Время обнюхивания		Время рытья подстилки		Время груминга
	F(1,103)	p	F(1,103)	p	F(1,103)	p
Линия	102.58	< 0.001	10.27	0.002	9.74	0.002
Иммунный статус самца — донора мочи	5.65	0.019	0.65	0.421	7.66	0.007
Взаимодействие факторов	1.92	0.097	0.84	0.362	1.48	0.227

Примечание: жирным выделены достоверные отличия при p < 0.05.

 

Самки линии BALB/c тратили больше времени на обнюхивание обонятельного стимула, чем C57BL/6 (рис. 1). Однако самки C57BL/6 демонстрировали более продолжительное копание и груминг по сравнению с самками мышей BALB/c. При этом иммунный статус самца, от которого был получен образец мочи, достоверно влиял на продолжительность обнюхивания стимула самками BALB/c (p = 0.026, HSD-тест): самки тратили меньше времени на обнюхивание обонятельных стимулов от иммунизированных самцов, чем от контрольных самцов (рис. 1).

 

Рис. 1. Поведенческие реакции на запах мочи контрольных и антиген-стимулированных самцов (KLH) у самок линий BALB/c (n = 37 и n = 18, соответственно) и C57BL/6 (n = 33 и n = 19, соответственно): (a) — время обнюхивания, (b) — время рытья подстилки, (c) — время груминга. * — р < 0,05 по сравнению с реакцией на мочу контрольных самцов, HSD-test.

 

В то же время иммунный статус самца достоверно влиял на продолжительность груминга у самок линии C57BL/6 (p = 0.030, HSD-тест): самки тратили меньше времени на груминг в тестах со стимулом от иммунизированных самцов (рис. 1). Взаимодействие линии и иммунного статуса не оказалось статистически значимым ни по одному из изученных признаков (табл. 1).

Изменение летучих компонентов после иммунизации

 

Рис. 2. Пример хроматограммы ГХ-МС контрольного самца линии BALB/c. Высота пиков, указанных выше четырех летучих органических соединений, значимо увеличивается у иммунизированных животных по сравнению с контрольными образцами.

 

В отдельных пробах мочи было выявлено от 34 до 55 ЛОС (рис. 2), многие из них присутствовали также в пробах воздуха лабораторных помещений как летучие продукты метаболизма мышей и человека. Поэтому дальнейший анализ проводился только для ЛОС, уровни которых были значимо выше, чем в контрольных пробах воздуха (p < 0,05, t-критерий Стьюдента). Тридцать таких соединений были идентифицированы для использования при анализе ЛОС в многомерном пространстве с помощью PLS DA. Площади пиков отдельных ЛОС рассчитывали, как процент от общей площади пиков всех 30 соединений.

 

Рис. 3. Распределение отдельных паттернов ЛОС в пространстве осей Y1 и Y2 (PLS DA). Точки представляют самцов мышей линий C57BL/6 и BALB/c до (контроль) и через 3 дня после (KLH) введения антигена.

 

Анализ распределения индивидуальных значений в многомерном пространстве по осям Y1 и Y2 показал неперекрывающиеся облака ЛОС мочи самцов линий BALB/c и C57BL/6 (рис. 3). Облака иммунизированных и неиммунизированных самцов перекрывались, но были выявлены значимые влияния факторов линии и иммунизации на средние значения координат осей Y1 и Y2, используя двухфакторный дисперсионный анализ. Для оси Y1 наблюдалось значимое влияние генотипа (F_(1,16) = 15.8, p = 0.001) и иммунизации (F_(1,16) = 11.3, p = 0.004). Для оси Y2 также наблюдалось значимое влияние генотипа (F_(1,16) = 17.79, p < 0.001) и иммунизации (F_(1,16) = 11.06, p = 0.004). Взаимодействия не были значимыми ни для оси Y1 (F_(1,16) = 0.02, p = 0.890), ни для оси Y2 (F_(1,16) = 0.69, p = 0.420). Таким образом, используя данный метод анализа, мы наблюдаем однонаправленное достоверное изменение компонентного состава мочи самцов при иммунизации как линии C57BL/6, так и BALB/c. Выбранная математическая модель позволяет дискриминировать образцы на основе запаха всей смеси в целом.

Анализируя изменение каждого отдельного пика в отдельности, из 30 соединений мы наблюдали достоверное увеличение относительных концентраций 4 ЛОС: 1) нонаналя, 2) 2-втор-бутил-4,5-дигидротиазола (SBT), 3) [1, 4, 5]-оксадитиоэпана и 4) бензотиазола у самцов мышей обеих исследуемых линий через 3 дня после иммунизации (табл.2, рис. 4).

Содержание феромона SBT было выше в моче контрольных самцов линии C57BL/6 по сравнению с мочой самцов линии BALB/c. После иммунизации данное соотношение сохранялось (табл. 2). Индивидуальные реакции каждого животного на иммунизацию приведены на рис. 4.

 

Таблица 2. Влияние на содержание отдельных ЛОС генотипа и иммунного статуса донора мочи (ANOVA Repeated measures)

	Нонаналь		SBT		[1, 4, 5] Оксадитиоэпан		Бензотиазол
	F(1,8)	p	F(1,8)	p	F(1,8)	p	F(1,8)	p
Линия	0.17	0.690	6.90	0.030	1.25	0.295	0.73	0.419
Иммуннизация	32.06	0.000	10.34	0.012	12.03	0.008	20.96	0.002
Взаимодействие факторов	0.00	0.959	0.27	0.618	0.05	0.824	0.45	0.521

Примечание: жирным выделены достоверные отличия при p < 0.05.

 

Рис. 4. Изменения относительных концентраций 4 соединений в моче иммунизированных самцов. Черные квадраты — самцы C67BL/6, белые квадраты — самцы BALB/c. (a) — Нонаналь, (b) — 2-втор-бутил-4,5-дигидротиазол, (c) — [1, 4, 5]-оксадитиоэпан, (d) — Бензотиазол.

 

Содержание всех 4 летучих компонентов мочи одинаково возрастало у животных обеих исследуемых линий после иммунизации. Среди остальных проанализированных ЛОС не было зафиксировано достоверно снижающихся или изменяющихся только у самцов одной из линий.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Иммунизация вызывает значительные изменения в профилях ЛОС мочи самцов мышей. Поиск различий в многомерном пространстве при помощи PLS DA дает неперекрывающиеся облака для двух линий. Однако, эти облака все же перекрываются для иммунизированных и неиммунизированных мышей, тем не менее, для самцов обеих исследуемых линий этот сдвиг оказывается достоверным и однонаправленным. Анализ изменения отдельных хроматографических пиков показывает статистически значимое повышение содержания четырех ЛОС (нонаналь, 2-втор-бутил-4,5-дигидротиазол, [1, 4, 5]-оксадитиоэпан, бензотиазол), происходящее на третий день после иммунизации. Эти изменения также оказались однонаправленными — мы зарегистрировали увеличение каждого из 4 компонентов как у самцов мышей линии BALB/c, так и C57Bl/6. При этом не было зарегистрировано отдельных соединений, содержание которых менялось бы у одной из линий и не изменялось у другой. Следовательно, изменения в экскреции зарегистрированных ЛОС протекают по одной и той же закономерности как у мышей C57BL/6, характеризующихся преобладанием клеточного (Th1) иммунного ответа, так и у мышей BALB/c, характеризующихся преобладанием гуморального (Th2) иммунного ответа [25, 26]. Хотя механизмы, объясняющие наблюдаемые изменения, требуют дальнейшего изучения профиля ЛОС, наши результаты подчеркивают, что активация иммунной реакции оказывает множественное влияние на обмен веществ, в том числе на состав выделяемых метаболитов, которые могут служить как диагностическими маркерами заболеваний [23, 24], так и индикаторами иммунного статуса, которые могут распознаваться другими животными [16]. Причем эти изменения носят однонаправленный характер независимо от преобладания типа иммунного реагирования, по крайней мере, на третьи сутки после иммунизации.

Три из четырех перечисленных выше ЛОС могут иметь сигнальное значение для мышей. В частности, 2-втор-бутил-4,5-дигидротиазол (SBT) является половым феромоном самцов мышей [31-33]. Интересно, что в ранних исследованиях SBT был обнаружен как половой феромон, привлекающий половозрелых самок. Однако этот эффект был показан при связывании SBT с основными белками мочи и возможностью прямого контакта с образцом в ольфакторных тестах. Комплекс SBT с белком-носителем достигает обонятельных рецепторов при прямом контакте носа мыши с грязной подстилкой или мочевой меткой, вызывая положительную реакцию [31]. При этом показано воздействие свободного SBT как феромона тревоги [34]. Будучи летучим соединением, он распознается нейронами ганглия Грюнберга, расположенного непосредственно у входа в полость носа. Активация этих нейронов запускает врожденное поведение страха у мышей обоих полов [34, 35]. В проведенных нами тестированиях была зафиксирована реакция мышей именно на летучие соединения.

Нонаналь ранее уже был показан как диагностический маркер развития различных заболеваний. Зафиксировано увеличение его экскреции при лейшманиозе [36], инфицировании плазмодием [37], при заболевании COVID-19 [38], развитии рака [37] и диабетических нарушениях [39]. Также нонаналь был зафиксирован в моче самок мышей, причем, только в стадии метэструса, что снижало привлекательность такой мочи для самцов [40].

Бензотиазол и его производные используются в качестве предшественников фармакологических средств нейропротекторного, антибактериального, противоаллергического, иммунодепрессивного и противовирусного действия. Показано воздействие некоторых производных бензотиазола на развитие иммунологических реакций, в том числе синтез цитокинов и пролиферацию T-клеток иммунной системы [41]. Также показано негативное влияние бензотиазола на уровень андрогенов [42], что опосредованно может снижать привлекательность особей с повышенным содержанием бензотиазола в моче.

Однако, не стоит упускать из виду возможный механизм комплексного восприятия запаха, при котором реакция реципиента зависит не столько от содержания конкретных отдельных компонентов, сколько от относительного содержания их групп [7, 20]. Общая композиция всех 30 исследованных соединений также отличалась у иммунизированных и контрольных самцов в нашем исследовании.

Как и наблюдалось в предыдущих тестах бинарного выбора, проведенных для аутбредных линий мышей [6, 14], самки BALB/c в нашем исследовании тратили меньше времени на обнюхивание образцов мочи, собранных у иммунизированных самцов на 3-й день, по сравнению с образцами, контрольных животных. При этом мы не наблюдали снижения времени обнюхивания образца у самок C57Bl/6. Известно, что мыши исследуемых линий существенно различаются по чувствительности к запаховым стимулам: мыши линии C57BL/6 на два порядка слабее реагировали на предъявляемые запахи, чем мыши линии BALB/c [43]. В нашей работе зафиксирован значительно меньший интерес к обнюхиванию стимула самками линии C57BL/6: среднее время обнюхивания было меньше на порядок и не была зарегистрирована дискриминация по этому показателю образцов мочи контрольных и антигенстимулированных самцов, для которых была обнаружена разница в компонентном составе. Тем не менее, самки линии C57BL/6 характеризовались большим, чем самки BALB/c временем, затраченным на груминг и рытье подстилки. При этом было обнаружено достоверно меньшее время груминга в тестах с мочой иммунизированных самцов. Известно, что груминг в ольфакторном тестировании мочи конспецифика противоположного пола отражает интерес к потенциальному взаимодействию [44, 45]. Так самцы демонстрировали большую продолжительность груминга в тестах с мочой эстральных самок, а при кастрации время груминга значительно снижалось независимо от типа стимула [44]. Cамки C57BL/6 также распознали иммунизированных самцов, но их реакция была выражена другим типом поведения.

Таким образом, наши данные подтверждают предыдущие исследования, показавшие, что у мышей на начальных этапах антителообразования, т.е. на 3-и сутки после введения чужеродного антигена, наблюдается поведенческая дискриминация между контрольными и иммунизированными обонятельными раздражителями. При этом различное восприятие запахов контрольных и иммунизированных самцов взрослыми самками имеет химическую основу. Установлены статистически значимые различия между мочой контрольных и иммунизированных самцов мышей по общей композиции ЛОС и общим уровням 4 из этих соединений, изменяющихся однонаправленно независимо от типа иммунного реагирования у мышей разных линий.

ВКЛАДЫ АВТОРОВ

Идея работы и планирование эксперимента (Е.Л.З., М.П.М., Л.А.Г.), сбор данных (А.С.Х., Ю.В.П.), обработка данных (А.С.Х., Д.В.П.), написание и редактирование манускрипта (А.С.Х., Д.И.Ю., Е.Л.З.).

СОБЛЮДЕНИЕ ЭТИЧЕСКИХ СТАНДАРТОВ

Данное исследование проведено в соответствии с международными правилами содержания и обращения с животными (Директива Европейского сообщества от 22 сентября 2010 г. — Directive 2010/63/EU) и одобрено межинститутской биоэтической комиссией Института Цитологии и Генетики СО РАН (протокол 8 от 19.03.2012 г.).

ИСТОЧНИКИ ФИНАНСИРОВАНИЯ

Работа выполнена при поддержке гранта РНФ № 23-14-00179.

КОНФЛИКТ ИНТЕРЕСОВ

Авторы декларируют отсутствие явных и потенциальных конфликтов интересов, связанных с публикацией данной статьи.

БЛАГОДАРНОСТИ

Работа выполнена с использованием животных ЦКП «Центр генетических ресурсов лабораторных животных» ФИЦ ИЦиГ СО РАН, поддерживаемых в рамках бюджетного проекта № FWNR-2022-0004.

Об авторах

А. С. Хоцкина

Федеральный исследовательский центр Институт катализа им. Г. К. Борескова Сибирского отделения Российской академии наук

Автор, ответственный за переписку.
Email: dotcenko@bionet.nsc.ru
Россия, Новосибирск

Ю. В. Патрушев

Федеральный исследовательский центр Институт катализа им. Г. К. Борескова Сибирского отделения Российской академии наук

Email: dotcenko@bionet.nsc.ru
Россия, Новосибирск

Д. И. Юсупова

Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук

Email: dotcenko@bionet.nsc.ru
Россия, Новосибирск

Л. А. Герлинская

Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук

Email: dotcenko@bionet.nsc.ru
Россия, Новосибирск

Д. В. Петровский

Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук

Email: dotcenko@bionet.nsc.ru
Россия, Новосибирск

М. П. Мошкин

Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук

Email: dotcenko@bionet.nsc.ru
Россия, Новосибирск

Е. Л. Завьялов

Федеральный исследовательский центр Институт цитологии и генетики Сибирского отделения Российской академии наук

Email: dotcenko@bionet.nsc.ru
Россия, Новосибирск

Список литературы

Дополнительные файлы