Characteristics of the generative sphere of Danae racemosa (Asparagaceae) under introduction in the Crimea peninsula

Full Text

Danae racemosa (L.) Moench – представитель монотипного рода Danae (Medik.), включенного в подсемейство Nolinacaea семейства Asparagaceae [1]. Естественным ареалом вида является север Турции, северо-запад Сирии, юго-восточные регионы Закавказья и Иран [2–4]. Danae racemosa – это вечнозеленый кустарник с темно-зелеными глянцевыми филлокладиями и ярко-красным ягодами, созревающими осенью и сохраняющимися на растении в течение зимы, что делает этот кустарник привлекательным для ландшафтного дизайна. Растение культивируется в южных регионах России, в частности на Южном берегу Крыма [5].

Биохимические исследования вегетативных органов D. racemosa показывают перспективность использования его как источника ценных биологически активных веществ [6–8]. В частности, установлено, что филлокладии содержат флавоноиды, среди которых преобладают квертицин и кемпферол [8], а высушенные корни – гликозид квертицина [6], которые влияют на кровеносные сосуды, препятствуя атеросклерозу, а также обладают антиоксидантными и противовоспалительными свойствами [7, 9]. Рассматривают D. racemosa и как растение, содержащее вещества, обладающие антиноцицептивными (обезболивающими) свойствами [10].

Поскольку одним из основных критериев акклиматизации растения является оценка состояния его гаметофитов [11], то изучение репродуктивной биологии вида позволяет на основании данных об особенностях генезиса генеративных структур охарактеризовать интродукционный потенциал вида, что, в свою очередь, служит основанием для разработки рекомендаций по оптимизации условий выращивания [12].

Согласно литературным данным, D. racemosa – двудомное растение, у которого отмечается редукция генеративных структур противоположного пола [13]. В настоящее время известны основные цитоэбриологические признаки, присущие D. racemosa [14–16], однако для вида не указаны стадии редукции андроцея и гинецея. Известные на сегодняшний день сведения о репродуктивной биологии D. racemosa не дают полной картины генезиса генеративных структур.

Цель исследования – анализ формирования мужской и женской генеративных сфер у D. racemosa и определение стадий их редукции при формировании цветков различных половых типов, а также проведение оценки цитоморфологического состояния качества мужского гаметофита цветков различных типов.

МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ

Материал собирали в арборетуме Никитского ботанического сада – Национального научного центра РАН (г. Ялта, Республика Крым; 44°30'34'' с. ш., 34°13'58'' в. д.) в 2022–2024 гг. Соцветия, а также бутоны различных стадий развития брали с 10 контрольных растений. Материал фиксировали в смеси FAA (formalin : acetic acid : alcohol 70%) в течение 3–5 часов, после чего материал переводили в 70% раствор спирта. Для обезвоживания объектов использовали изопропиловый спирт. Перед заливкой в парафин материал переводили в ксилол. Пропитывание бутонов и цветков парафином проводили в термостате при температуре +60 °С в течение 3–7 суток. Для получения серии парафиновых срезов толщиной 5–7 мкм использовали ротационный микротом RMD-3000 (Россия). Постоянные препараты окрашивали гематоксилином и алциановым синим [17]. При анализе пыльников и семязачатков ориентировались на современные классификации и типизации генезиса генеративных структур [18–22].

Постоянные препараты пыльцевых зерен D. racemosa готовили из пыльцы пыльников 50 цветков с учетом их полового/морфологического типа. Их окрашивали метиловым зеленым и пиронином [23]. Анализ каждого варианта проводили в 100 полях зрения. Морфологически нормальными считали пыльцевые зерна с однородной окраской и выраженными клеточными структурами. Признаками аномального пыльцевого зерна были вакуолизация и изменение структуры цитоплазмы и клеток. В случае дегенерации содержимого пыльцевого зерна оно оценивалось как стерильное. Морфометрические измерения пыльцевых зерен проводили с учетом типа цветка. Объем выборки для морфометрии составлял 300 пыльцевых зерен для каждого типа цветка.

Анализ цитоэмбриологических препаратов проводили с помощью светового микроскопа AxioScope A.1 (Zeiss, Германия) и подключенной к нему системы анализа изображения AxioCamERc5s (Zeiss, Германия). Полученные цифровые снимки анализировали, используя программные приложения AxioVision Rel. 4.8.2. (Zeiss, Германия) и ImageJ 1.48v. Определение 95% доверительного интервала (95% ДИ) выборочных долей пыльцевых зерен различных типов проводили методом Уилсона с помощью онлайн-калькулятора [24].

Статистическую обработку данных морфометрических параметров пыльцевых зерен, включая дескриптивную статистику и критерий Стьюдента (t), делали с использованием программного приложения Statistica 10.0 (StatSoft. Ins., USA). При сравнении выборочных долей пыльцевых зерен цветков различных типов использовали критерий χ² Пирсона. Доверительная вероятность составляла p = 0.95.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ

У Danae racemosa генеративные почки закладываются на корневищах в конце осени года, предшествующего цветению [25]. В условиях Южного берега Крыма рост побегов начинается в конце зимы – начале весны в год цветения. На каждом побеге формируется несколько соцветий. Количество цветков в соцветиях варьирует от 2 до 16. Чаще всего встречаются небольшие соцветия, состоящие их двух–пяти цветков, однако есть и одиночные цветки. Их развитие идет в акропетальном порядке. Цветки мелкие, диаметр околоцветника не превышает 4 мм [26]. В соцветиях D. racemosa в различном соотношении были выявлены цветки трех морфологических типов: тычиночные и два типа обоеполых цветков – с длинным столбиком, рыльцем, расположенным выше пыльников (длинностолбчатые), и цветки рыльце столбика, у которых находится на уровне пыльников (среднестолбчатые) (рис. 1).

Рис. 1. Цветки Danae racemosa (продольный срез): 1 – тычиночный цветок; 2 – обоеполый (среднестолбчатый) цветок; 3 – пестичный (длинностолбчатый) цветок (an – пыльники; st – рыльце пестика; ov – завязь). Масштабная линейка – 1 мм.

Fig. 1. Flowers of Danae racemosa (longitudinal section): 1 – staminate flower; 2 – bisexual (mesostylous) flower; 3 – pistillate (macrostylous) flower (an – anthers; st – stigma of pistil; ov – ovary). Scale bar – 1 mm.

Установлено, что в соцветиях около половины цветков (46–50%) являются обоеполыми со столбиком средней длины, однако в некоторых соцветиях их доля достигает 82–89%. Доля тычиночных цветков варьирует от 26 до 46%, но может и превышать эти значения, составляя до 86%. Количество цветков с длинным столбиком пестика варьирует в диапазоне 12–24%, при этом в некоторых соцветиях их вообще не было. Проведенный анализ позволяет считать вид моноэцичным, что опровергает существующие в литературных источниках данные о его двудомности [13]. Кроме того, нами не наблюдалось отмеченной при описании вида зависимости количества цветков в соцветии от их полового типа [5].

У цветков D. racemosa независимо от их морфологического/полового типа андроцей представлен шестью тычинками, тычиночные нити которых срастаются, образуют колонку. Пыльники четырехгнездные, к моменту созревания перегородки между гнездами разрушаются.

Дифференциация клеточных слоев стенки микроспорангия D. racemosa идет в центростремительном направлении. При формировании микроспорангия в результате деления археспориальных клеток образуются первичный париетальный слой и спорогенные клетки. Эндотеций является производным первичного париетального слоя. А тапетум и средний слой – производные вторичного париетального слоя, который образуется в результате деления первичных париетальных клеток (рис. 2, 1–6). Стенка микроспорангия сформированного пыльника представлена 4–5 слоями клеток: эпидермой, эндотецием, одним или двумя средними слоями и тапетумом. Тапетум секреторного типа. Его клетки имеют одно или два ядра (рис. 2, 7). В некоторых бутонах на стадии микроспороцитов тапетальные клетки интенсивно окрашивались гематоксилином, что свидетельствует о разрушении их ядер, т. е. кариорексисе, являющемся этапом некробиоза клеточных структур. В таких пыльниках клеточные слои стенки микроспорангия и микроспороциты уплощены и сморщены, что является признаком деструкции пыльников (рис. 2, 8).

Рис. 2. Поперечные срезы микроспорангиев Danae racemosa на ранних стадиях развития: 1 – примордий пыльника на стадии археспориальных клеток; 2–6 – дифференциация клеточных слоев стенки микроспорангия; 7 – сформированный пыльник; 8 – дегенерации пыльников у пестичного (длинностолбчатого) цветка (ac – археспориальная клетка; e – эпидерма; en – эндотеций; ml – средний слой; ppc – первичные париетальные клетки; sc – спорогенные клетки; spc – вторичный париетальный слой; t – тапетум). Масштабная линейка: 1–7 – 10 мкм; 8 – 20 мкм.

Fig. 2. Cross sections of microsporangium of Danae racemosa in the early stages of development: 1 – anther primordium at the stage of archesporial cells; 2–6 – differentiation of cell layers of the microsporangium wall; 7 – the formed anther; 8 – degeneration of the anther of the pistillate (macrostylous) flower (ac – archesporial cell; e – еpidermis; en – endothecium; ml – middle layer; ppc – primary parietal cells; sc – sporogenic cells; spc – secondary parietal layer; t – tapetum).

Scale bar: 1–7 – 10 μm; 8 – 20 μm.

При нормальном развитии пыльника вначале микроспорогенеза за счет разрастания вакуоли клетки тапетума увеличиваются в размерах (рис. 3, 1–3), а на стадии вакуолизированных микроспор он преобразуется в тапетальную пленку. Апоптоз клеток тапетального слоя среднего слоя микроспор проявляется в постмейотический период (рис. 3, 4–7).

Рис. 3. Поперечные срезы микроспорангиев Danae racemosa в ходе мейотического (1, 2) и постмейотического периодов развития (3–7) и зрелые пыльцевые зерна (8): 1–3 – микроспорогенез; 4 – молодые микроспоры; 5 – вакуолизированные микроспоры; 6 – формирование двухклеточных пыльцевых зерен; 7 – стенка зрелого микроспорангия и трехклеточные пыльцевые зерна (8) (e – эпидерма; en – эндотеций; m – микроспоры; ml – средний слой; msc – микроспороциты; pg – пыльцевые зерна; t – тапетум; tm ― тетрады микроспор). Масштабная линейка – 10 мкм.

Fig. 3. Cross sections of the microsporangium of Danae racemosa at the stages of meiotic (1, 2) and postmeiotic development (3–7) and mature pollen grains (8): 1–3 – microsporogenesis; 4 – the stage of young microspores; 5 – the vacuolized microspores; 6 – formation of two-cell pollen grains; 7 – the wall of mature microsporangia and three-cell pollen grains (8) (e – еpiderma; en – endotecium; m – microspores; ml – middle layer; msc – microsporocytes; pg – pollen grains; t – tapetum; tm ― tetrad of microspores). Scale bar – 10 μm.

В этот же период происходит облитерация средних слоев микроспор, а клетки эпидермы уплощаются. В эндотеции формируются фиброзные утолщения. Таким образом, зрелый пыльник D. racemosa образован уплощенными клетками эпидермиса и крупными изодиаметрическими клетками эндотеция с фиброзными утолщениями.

Микроспорогенез у D. racemosa проходит по сукцессивному типу. Образующиеся в ходе него микроспоры, расположены в тетрадах изобилатерально или тетраэдрально. Зрелые пыльцевые зерна трехклеточные, одноборозные (рис. 3, 8). Экваториальный диаметр пыльцевого зерна превышает длину полярной оси. Так, экваториальный диаметр пыльцевых зерен обоеполого среднестолбчатого цветка составляет 22.88 ± 0.11 мкм, а его полярная ось 18.41 ± 0.12 мкм. У тычиночных цветков пыльцевые зерна имеют экваториальный диаметр длиной 23.12 ± 0.12 мкм и полярную ось – 18.70 ± 0.11 мкм. Сравнение размеров пыльцевых зерен тычиночных и обоеполых среднестолбчатых цветков D. racemosa не выявило существенных различий между ними по экваториальному диаметру (t = 1.50; p = 0.134) и полярной оси (t = 1.77; p = 0.077).

Цитоморфологический анализ средних образцов пыльцы показал, что в пыльниках длинностолбчатых цветков, как правило, нет морфологически нормальных пыльцевых зерен. В основном они содержат дефективную или стерильную пыльцу. Лишь в единичных случаях можно обнаружить длинностолбчатые цветки, в пыльниках которых формируется незначительное количество морфологически нормальных пыльцевых зерен, доля которых варьирует от 13 до 32%. В отличие от этого, в пыльниках обоеполых/среднестолбчатых и тычиночных цветков преобладают морфологически нормальные пыльцевые зерна (табл. 1). Сравнительный анализ показал, что, учитывая доли морфологически нормальных пыльцевых зерен, качество пыльцы у обоеполых цветков выше, чем у тычиночных цветков (χ² = 6.20; df = 1; p = 0.0122), главным образом за счет образования аномальных пыльцевых зерен (χ² = 7.18; df = 1; p = 0.0074). При этом у них нет статистически значимого различия по долям стерильных пыльцевых зерен (χ² = 0.23; df = 1; p = 0.6297).

Таблица 1. Цитоморфологическая характеристика пыльцы обоеполых и тычиночных цветков Danae racemosa

Table 1. Cytomorphologycal characteristics of pollen grains from bisexual and staminate flowers of Danae racemosa

Примечание. ¹ Количество проанализированных пыльцевых зерен.

Note. ¹ The number of analyzed pollen grains.

Таким образом, из основных признаков генезиса микроспорангия у D. racemosa можно выделить: центростремительный тип формирования стенки микроспорангия; секреторный тип тапетума, который на стадии микроспор трансформируется в тапетальную пленку, наличие 3–4 слоев спорогенных клеток, сукцессивный тип микроспорогенеза и изобилатеральное или тетраэдральное расположение микроспор в тетрадах. В целом перечисленные признаки генезиса мужской генеративной сферы D. racemosa соответствуют характеристикам, свойственным представителям семейства Asparagaceae [14, 16]. Однако, в отличие от большинства представителей семейства, у D. racemosa формируются трехклеточные пыльцевые зерна.

Синкарпный гинецей D. racemosa образован тремя плодолистиками. В каждом гнезде завязи формируется по два анатропных семязачатка, имеющих угловую плацентацию. На начальном этапе генезиса примордия семязачатка в субэпидермальном слое образуются три клетки с густой плотной цитоплазмой, которые делятся периклинально (рис. 4, 1). Наружная производная центральной клетки дифференцируется в археспориальную клетку (рис. 4, 2). Производные клеток, примыкающих к археспориальной, претерпевают повторные периклинальные деления, формируя латеральную область нуцеллуса. Внутренние производные, расположенные под археспориальной клеткой, таблитчатые. Их поперечное деление дает начало инициалям базальной части нуцеллуса и гипостазы. Развитие зон нуцеллуса отмечается в период дифференциации мегаспороцита и мегаспорогенеза. В этот период происходят антиклинальные деления клеток латеральной области нуцеллуса. В нуцеллусе зрелого семязачатка выделяется эпидермальный слой, латеральная и базальная области. В зрелом семязачатке латеральная область состоит из двух или трех слоев клеток. Базальная область нуцеллуса представлена двумя рядами клеток, вытянутых вдоль продольной оси семязачатка, образующих постамент. В зрелом семязачатке клетки базальной области нуцеллуса вакуолизированы. Согласно современной классификации [19], по типу нуцеллуса семязачаток D. racemosa можно охарактеризовать как медионуцеллятный синдермальной вариации.

Рис. 4. Семязачатки Danae racemosa на ранних стадиях развития: 1–3 – примордий семязачатка на стадии археспориальной клетки; 4 – дегенерация семязачатка; 5, 6 семязачаток на стадии мегаспороцита и дифференциации интегументов (ac – археспориальная клетка; ii – внутренний интегумент; iii – инициаль внутреннего интегумета; ioi – инициаль наружного интегумента; ms – мегаспороцит, n – нуцеллус; o i – наружный интегумент). Масштабная линейка – 10 мкм.

Fig. 4. Ovules of Danae racemosa in the early stages of development: 1–3 – primordial ovule at the stage of the archesporial cell; 4 – degeneration of the ovule; 5, 6 ovules at the stage of megasporocyte and differentiation of integuments (ac – archesporial cell; ii – internal integument; iii – initial of the internal integument; ioi – initial of the outer integument; ms – megasporocyte, n – nucellus; o i – outer integument). Scale bar – 10 μm.

В основании нуцеллуса и внутреннего интегумента дифференцируется гипостаза, представленная двумя слоями клеток с густой цитоплазмой. Клетки вытянуты поперек продольной оси семязачатка.

Семязачаток у D. racemosa битегмальный. Формирование интегументов начинается на стадии дифференциации мегаспороцита. Инициали внутреннего интегумента располагаются в эпидермальном слое на уровне клеток латеральной зоны нуцеллуса (см. рис. 4, 4). Наружный интегумент имеет дермально-субэпидермальное происхождение. В зрелом семязачатке он массивный, в основании образован пятью–шестью слоями клеток. Внутренний интегумент образован двумя слоями клеток, и только в области, примыкающей к нуцеллусу, он становится трехслойным. Микропиле образовано внутренним интегументом.

Археспорий у D. racemosa одноклеточный. Археспориальная клетка преобразуется в мегаспороцит без отделения париетальной клетки. Мегаспорогенез происходит с образованием линейной тетрады мегаспор. Развитие зародышевого мешка идет по Polygonum-типу. Зародышевый мешок состоит из яйцеклетки, двух синергид, центральной клетки и трех антипод.

В тычиночных цветках дегенерация семязачатков происходит на стадии дифференциации мегаспороцитa. В сформированных бутонах тычиночных цветков ткани семязачатка представлены уплощенными облитерированными клетками без содержимого. Дегенерации подвергаются также ткани завязи и столбика (рис. 5, 6).

Рис. 5. Семязачатки Danae racemosa в период мегаспорогенеза (1, 2), зрелого зародышевого мешка (3–5) и продольный срез дегенерированной завязи тычиночного цветка (6) (ap – антиподы, ch – халаза, cln – клетки латеральной зоны нуцеллуса, ea – яйцевой аппарат, es – зародышевый мешок, f – фуникулус, ii – внутренний интегумент, oi – наружный интегумент, mgs – мегаспора, n – нуцеллус, pn – полярное ядро). Масштабная линейка: 1 – 4 – 10 мкм; 5 – 20 мкм; 6 – 50 мкм.

Fig. 5. Ovules of Danae racemosa during megasporogenesis (1, 2), mature embryo sac (3–5) and longitudinal section of the degenerated ovary of the staminate flower (6) (at – antipodes, ch – chalase, cln – cells of the nucellus lateral zone, ea – ovular apparatus, es – embryo sac, f – funiculus, ii – inner integument, oi – outer integument, mgs – megaspore, n – nucellus, pn – polar nucleus). Scale bar: 1–4 – 10 μm; 5 – 20 μm; 6 – 50 μm.

Таким образом, зрелые семязачатки D. racemosa анатропные, медионуцеллятные, битегмальные. Их микропиле образовано внутренним интегументом. Мегаспоры в тетраде расположены линейно, а развитие зародышевого мешка идет по Polygonum-типу. Известно, что ряд спаржевых имеют краcсинуцеллятные семязачатки, в частности такой тип семязачатков приводится при описании видов родов Ruscus L. и Semele Kunth. [15], а также Polygonatum Mill. [27] и Lomandra Labill. [28]. Ранее крассинуцеллятный тип семязачатков приводился при характеристике Danae [15]. В то же время семязачатки родов Dracaena Vand. ex L., Nolina Michx., Comospermum Rauschert. характеризуют как тенуинуцеллятные. Однако, это определение дается с оговоркой на то, что нуцеллус у них увеличен в халазальной части, при том, что археспориальная клетка трансформируется в мегаспороцит без деления и образования париетальной клетки [29]. Первоначально семязачатки с подобным типом нуцеллуса обозначали как «атипично крассинуцеллятные» [30]. В предложенной позже классификации структур, образующих семязачаток, выделен медионуцеллятный тип нуцеллуса, который сочетает признаки крассинуцеллятности (развитие латеральной и базальной областей нуцеллуса) и тенуинуцеллятности (слабое развитие или отсутствие апикальной области) [19]. По нашему мнению, отсутствие в нуцеллусе Danae racemosa париетальной ткани, при наличии многослойных латеральной и базальной областей, свидетельствует о его медионуцеллятном типе.

При анализе цитоэмбриологических признаков покрытосеменных растений с раздельнополыми цветками, важно определить стадию генезиса цветка, на котором происходит редукция генеративных структур противоположного пола, приводящую к его половой дифференциации. Среди однополых растений выделяют два типа цветков: (1) цветки без зачатков органов противоположного пола и (2) цветки с зачатками органов противоположного пола [13]. В качестве примера растения, у которого формирование однополых цветков происходит без закладки меристем генеративных элементов противоположного пола, можно привести Actinidia chinensis Planch. [31]. К видам, у которых однополые цветки образуются в результате дегенерации генеративных структур на определенном этапе онтогенеза цветка, относятся диэцичные представители семейства Asparagaceae, в том числе Asparagus officinale L. [32, 33] и Lomandra longifolia Labill. [28]. У однополых растений стерилизация мужской генеративной сферы возможна как на стадии развития археспориальных и спорогенных клеток, так и на стадиях микро- и мегаспорогенеза и даже при дифференциации гаметофитов [13]. У Danae racemosa во всех цветках закладываются примордии пыльников и семязачатков. В последующем развитии цветка можно выделить три направления: в обоеполых цветках андроцей и гинецей развиваются без отклонений, формируя фертильные гаметофиты обоих полов; в пестичных цветках происходит стерилизация пыльников, а в тычиночных – редукции подвергается женская генеративная сфера.

Цитоэмбриологический анализ показал, что деструкция пыльников в пестичных цветках Danae racemosa начинается на стадии микроспороцитов. В клетках тапетума таких микроспорангиев четко выражен кариорексис и трансформация тканей стенки. На этой же стадии развития микроспорангия происходят дегенеративные процессы в пыльниках пестичных цветков Asparagus officinalis [33].

Известно, что развитие микроспорангиев является согласованным детерминированным процессом трансформации тканей, образующих его, среди которых особое значение имеет тапетум [22, 34, 35]. Как правило, стерильность пыльников связана с нарушениями, возникающими в клетках тапетальной ткани. Это может быть как преждевременный апоптоз тапетума [36, 37], так и его гипертрофия [38, 39]. При нормальном развитии пыльника апоптоз тапетальной ткани начинается, как правило, на стадии формирования каллозных оболочек у микроспороцитов. При дегенерации микроспорангиев деструктивные процессы в клетках тапетума могут происходить на более ранних стадиях, что приводит к нарушению симпластического межтканевого взаимодействия клеточных слоев стенки микроспорангия и, в конечном счете, приводит к гибели спорогенной ткани [38]. Нарушения апоптоза тапетальной ткани связывают с мутацией фермента Ацил-КоА-синтетазы [40]. На ультраструктурном уровне они проявляются в виде аббераций структур эндоплазматического ретикулума [41]. Выявлено, что гены, регулирующие накопление каллозы в клеточных оболочках микроспороцитов, активируются только в пыльниках тычиночных цветков [33]. При гипертрофии тапетума отмечают в его клетках утолщение тангентальных стенок, что препятствует транспортировке питательных веществ в микроспороциты и приводит к их гибели [42]. В стерильных пыльниках отмечают избыточное накопление активных форм кислорода и дефицит антиоксидантных ферментов, что усугубляет окисление мембранных липидов и приводит к накоплению малонового альдегида [43]. Аналогичные нарушения запрограммированной дегенерации клеток тапетума отмечают в пестичных цветках при гинодиэции [39, 44].

Однако, в длинностолбчатых цветках Danae racemosa пыльники дегенерируют не полностью, в некоторых случаях в них образуются пыльцевые зерна, но доля образующихся морфологически нормальных пыльцевых зерен не превышает 32%. Известно, что репродуктивные структуры оказываются стерильными, когда аномалия развития отмечаются у 60% и более гаметофитов [45]. Следовательно, даже при образовании пыльцевых зерен, мужская генеративная сфера в таких цветках не функциональна, что позволяет их рассматривать как пестичные.

Редукция женской генеративной сферы у Danae racemosa имеет более выраженный характер. У тычиночных цветков D. racemosa в редуцированных завязях семязачатки представлены облитерированными тканями. Их дегенерация, как и у других представителей семейства Asparagaceae c разнополыми цветками, происходит на стадии мегаспороцита [28, 32].

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Морфологический анализ соцветий Danae racemose (L.) Moench показал, что в них присутствуют цветки различных половых и морфологических типов: тычиночные, обоеполые с длинными и средними столбиками.

Во всех цветках D. racemosa закладываются примордии пыльников и семязачатков. В последующем развитие цветка идет в зависимости от его типа: в тычиночных цветках женская генеративная сфера (семязачатки, завязи) редуцируется; в обоеполых цветках андроцей и гинецей формируются без отклонений, формируя фертильные гаметофиты, у таких цветков столбик пестика находится на уровне пыльников (среднестолбчатые цветки); у цветков с длинным столбиком пестика отмечаются морфологически сформированные семязачатки и редукция мужских гаметофитов, что позволяет характеризовать их как пестичные.

Мужская генеративная сфера D. racemosa характеризуется центростремительным типом формирования стенки микроспорангия; секреторным тапетумом, наличием 3–4 слоев спорогенных клеток, сукцессивным типом микроспорогенеза, в результате которого образуются тетрады с изобилатерально или тетраэдрально расположенными микроспорами. Стенка зрелого пыльника сформирована эпидермисом и эндотецием с фиброзными утолщениями. Пыльцевые зерна у D. racemosa трехклеточные.

Женская генеративная сфера D. racemosa представлена анатропными битегмальными медионуцеллятными семязачатками. Мегаспорогенез проходит с образованием линейной тетрады мегаспор. Зародышевый мешок развивается по Polygonum-типу. Мужская стерильность у пестичных цветков проявляется как в деструкции микроспорангиев на стадии микроспороцитов, так и на уровне гаметофитов. Семязачатки в тычиночных цветках дегенерируют до мегаспорогенеза. В обоеполых цветках у цветков со столбиком средней длины мужской и женский гаметофит развиваются нормально.

БЛАГОДАРНОСТИ

Исследование проведено в ходе выполнения работы по теме ГЗ ФГБУН «Никитский ботанический сад – Национальный научный центр РАН» № FNNS-2022-0003 «Экофизиологические, физиолого-биохимические механизмы устойчивости и репродуктивная биология ценных аборигенных и интродуцированных видов растений».

About the authors

T. N. Kuzmina

Author for correspondence.
Email: tnkuzmina@rambler.ru
Russian Federation, Yalta

References

Supplementary files

Supplementary Files

Action

1. JATS XML

Download

2. Fig. 1. Flowers of Danae racemosa (longitudinal section): 1 – staminate flower; 2 – bisexual (mesostylous) flower; 3 – pistillate (macrostylous) flower (an – anthers; st – stigma of pistil; ov – ovary). Scale bar – 1 mm.

Download (108KB)

Indexing metadata

3. Fig. 2. Cross sections of microsporangium of Danae racemosa in the early stages of development: 1 – anther primordium at the stage of archesporial cells; 2–6 – differentiation of cell layers of the microsporangium wall; 7 – the formed anther; 8 – degeneration of the anther of the pistillate (macrostylous) flower (ac – archesporial cell; e – еpidermis; en – endothecium; ml – middle layer; ppc – primary parietal cells; sc – sporogenic cells; spc – secondary parietal layer; t – tapetum). Scale bar: 1–7 – 10 μm; 8 – 20 μm.

Download (1MB)

Indexing metadata

4. Fig. 3. Cross sections of the microsporangium of Danae racemosa at the stages of meiotic (1, 2) and postmeiotic development (3–7) and mature pollen grains (8): 1–3 – microsporogenesis; 4 – the stage of young microspores; 5 – the vacuolized microspores; 6 – formation of two-cell pollen grains; 7 – the wall of mature microsporangia and three-cell pollen grains (8) (e – еpiderma; en – endotecium; m – microspores; ml – middle layer; msc – microsporocytes; pg – pollen grains; t – tapetum; tm ― tetrad of microspores). Scale bar – 10 μm.

Download (1MB)

Indexing metadata

5. Fig. 4. Ovules of Danae racemosa in the early stages of development: 1–3 – primordial ovule at the stage of the archesporial cell; 4 – degeneration of the ovule; 5, 6 ovules at the stage of megasporocyte and differentiation of integuments (ac – archesporial cell; ii – internal integument; iii – initial of the internal integument; ioi – initial of the outer integument; ms – megasporocyte, n – nucellus; o i – outer integument). Scale bar – 10 μm.

Download (815KB)

Indexing metadata

6. Fig. 5. Ovules of Danae racemosa during megasporogenesis (1, 2), mature embryo sac (3–5) and longitudinal section of the degenerated ovary of the staminate flower (6) (at – antipodes, ch – chalase, cln – cells of the nucellus lateral zone, ea – ovular apparatus, es – embryo sac, f – funiculus, ii – inner integument, oi – outer integument, mgs – megaspore, n – nucellus, pn – polar nucleus). Scale bar: 1–4 – 10 μm; 5 – 20 μm; 6 – 50 μm.

Download (839KB)

Indexing metadata