ФОТОТРОФНЫЕ СООБЩЕСТВА АЛЬГО-БАКТЕРИАЛЬНЫХ МАТОВ УНИКАЛЬНОГО РЕЛИКТОВОГО СОЛЕНОГО ВОДОЕМА МАНЫЧ-ГУДИЛО

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Озеро Маныч-Гудило — реликтовый водоем, возникший 2–3 миллиона лет назад на месте древнего пролива, соединявшего Черное и Каспийское моря. Общая минерализация воды озера в засушливый период превышает 50 г/л, причем в рассоле отмечается высокое содержание сульфатов и магния по сравнению с соленым составом воды Мирового океана. Береговая линия озера изрезана заливами и отделяющимися мелководными водоемами. В статье приводятся результаты исследования биоразнообразия микроорганизмов, формирующих альго-бактериальный мат в мелководном водоеме с переменной соленостью от 40 до 70 г/л, связанный с озером Маныч-Гудило. Исследованный микробный мат имеет черты, характерные для “сульфурета”, сообщества с интенсивным круговоротом серы. Основными продуцентами органического вещества в бентосном сообществе являются микроводоросли рода Cladophora и нитчатые цианобактерии. Получен ряд чистых культур аноксигенных фотогрофных бактерий, среди которых преобладали галофильные пурпурные серобактерии Ectothiorhodospira marina и Lamprobacter modestohalophilus, а также зеленые серобактерии Prosthecochloris sp. Присутствующие в сообществе несерные пурпурные бактерии Rhodovulum adriatica проявляли способность использовать сульфид в процессе фотосинтеза. Все идентифицированные виды типичны для микробного мата соленых и гиперсоленых водоемов с повышенным содержанием сульфата и двухвалентных катионов. В лабораторных условиях при солености 80 г/л, по принципу колонки Виноградского, был воспроизведен альго-бактериальный мат. Микробное разнообразие экспериментального мата определяли методом секвенирования фрагментов гена 16S РНК. Полученные данные расширили представление о видовом разнообразии бактерий микробного мата, адаптированного к существованию в экстремальных условиях гиперсолености.

Об авторах

В. М. Горленко

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Email: vgorlenko@mail.ru
Москва, Россия

А. С. Саввичев

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

В. В. Беленкова

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

В. В. Кадников

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

О. Н. Лунина

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

Н. А. Кострикина

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

Т. В. Колганова

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

М. В. Сухачева

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

М. А. Летарова

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

А. В. Летаров

Федеральный исследовательский центр “Фундаментальные основы биотехнологии” Российской академии наук

Москва, Россия

Список литературы

  1. Bachar A., Omoregie E., de Wit R., Jonkers H.M. Diversity and function of Chloroflexus-like bacteria in a hypersaline microbial mat: phylogenetic characterization and impact on aerobic respiration // Appl. Environ. Microbiol. 2007. V. 73. P. 3975‒3983. https://doi.org/10.1128/AEM.02532-06
  2. Bavendamm W. Die Physology der farblosen und roten Swefelbakterien des Susseund Salzwasser // Pflanzenforshung. 1924. V. 2. P. 373‒379.
  3. Bello S., Howard-Azzeh M., Schellhorn H.E., Gupta R.S. Phylogenomic analyses and molecular signatures elucidating the evolutionary relationships amongst the Chlorobia and Ignavibacteria species: robust demarcation of two family-level clades within the order Chlorobiales and proposal for the family Chloroherpetonaceae fam. nov. // Microorganisms. 2022. V. 10. P. 1‒25. https://doi.org/10.3390/microorganisms10071312
  4. Bulygina E.S., Kuznetsov B.B., Marusina A.I., Kravchenko I.K., Bykova S.A., Kolganova T.V., Galchenko V.F. Study of nucleotide sequences of nifH genes in representatives of methanotrophic bacteria // Microbiology (Moscow). 2002. V. 71. P. 500‒508. https://doi.org/10.1023/A:1019893526803
  5. Bulysheva N.I. Bottom communities of Lake Manych-Gudilo under conditions of chronic salinization // Proc. Zool. Inst. RAS. St. Petersburg: Academy of Sciences, 2013. Appendix № 3. P. 69‒74.
  6. Burganskaya E.I., Grouzdev D.S., Krutkina M.S., Gorlenko V.M. Bacterial communities of microbial mats of the White Sea supralittoral and of the littoral of the lakes separated from the sea // Microbiology (Moscow). 2019. V. 88. P. 600–612. https://doi.org/10.1134/S0026261719050035
  7. Caroppo C., Albertano P.B., Bruno L., Montinari M., Rizzi M., Vigliotta G., Pagliara P. Identification and characterization of a new Halomicronema species (Cyanobacteria) isolated from the Mediterranean marine sponge Petrosia ficiformis (Porifera) // Fottea. 2012. V. 12. P. 315‒326. https://dx.doi.org/10.5507/fot.2012.022
  8. Cohen Y., Krumbein W.E., Shilo M. Solar Lake (Sinai). Distribution of photosynthetic microorganisms and primary production // Limnol. Oceanogr. 1977. V. 2. P. 609‒620.
  9. Edgar R.C. Search and clustering orders of magnitude faster than BLAST // Bioinformatics. 2010. V. 26. P. 2460‒2461. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btq461
  10. Filatova T.B., Kleschenkov A.V., Aleshina E.G., Soiyer V.G. Hydrological and hydrochemical characteristics of lake Manych-Gudilo water // Научный альманах стран Причерноморья. 2018. Т. 13. № 188. С. 88‒94. https://doi.org/10.23947/2414-1143-2018-13-1-100-107
  11. Gibson J., Pfennig N. and Waterbury J.B. Chloroherpeton thalassium gen. nov. et spec. nov., a non-filamentous, flexing and gliding green sulfur bacterium // Arch. Microbiol. 1984. V. 38. P. 96‒101. https://doi.org/10.1007/BF00413007
  12. Gorlenko V.M. A new phototrophic green sulphur bacterium. Prosthecochloris aestuarii nov. gen. nov. spec. // Z. Allg. Mikrobiol. 1970. V. 10. P. 147–149. https://doi.org/10.1002/JOBM.19700100207
  13. Gorlenko V.M., Lunina O.N., Grouzdev D.S., Krasnova E.D., Voronov D.A., Belenkova V.V., Kozyaeva V.V., Savvichev A.S. Present understanding of biodiversity of anoxygenic phototrophic bacteria in the relict Lake Mogilnoe (Kildin Island, Murmansk oblast, Russia) // Microbiology (Moscow). 2024. V. 93. P. 259–268. https://doi.org/10.1134/S0026261723604360
  14. Harris J.K., Caporaso J.G., Walker J.J., Spear J.R., Gold N.J., Robertson C.E., Hugenholtz P., Goodrich J., McDonald D., Knights D., Marshall P., Tufo H., Knight R., Pace N.R. Phylogenetic stratigraphy in the Guerrero Negro hypersaline microbial mat // ISME. J. 2013. V. 7. P. 50–60. https://doi.org/10.1038/ismej.2012.79
  15. Imhoff J.F. Anoxygenic phototrophic bacteria from extreme environments // Modern Topics in the Phototrophic Prokaryotes. 2017. P. 427–480. https://doi.org/10.1007/978-3-319-46261-5_13
  16. Klappenbach J.A., Pierson B.K. Phylogenetic and physiological characterization of a filamentous anoxygenic photoautotrophic bacterium “Candidatus Chlorothrix halophila” gen. nov., sp. nov., recovered from hypersaline microbial mats // Arch. Microbiol. 2004. V. 181 P. 17‒25. https://doi.org/10.1007/s00203-003-0615-7
  17. Komárek J. Recent changes (2008) in Cyanobacteria taxonomy based on a combination of molecular background with phenotype and ecological consequences (genus and species concept) // Hydrobiologia. 2010. V. 639. P. 245–259. https://doi.org/10.1007/s10750-009-0031-3
  18. Kumar P.A., Srinivas T.N.R., Sasikala C., Ramana C.V., Saeling J., Imhoff J.F. Prosthecochloris indica sp. nov., a novel green sulfur bacterium from a marine aquaculture pond, Kakinada India // J. Gen. Appl. Microbiol. 2009. V. 55. P. 163–169. https://doi.org/10.2323/jgam.55.163
  19. Kumar S., Stecher G., Li M., Knyaz C., Tamura K. MEGA X: Molecular Evolutionary Genetics Analysis across computing platforms // Mol. Biol. Evol. 2018. V. 35 P. 1547‒1549. https://doi.org/10.1093/molbev/msy096
  20. Kyndt J.A., Bryantseva I.A., Gorlenko V.M., Imhoff J.F. Genome of Lamprobacter modestohalophilus ShNLb02, a moderate halophilic photosynthetic purple bacterium of the Chromatiaceae family // Microbiol. Resour. Announ. 2024. V. 13. P. 1‒4. https://doi.org/10.1128/mra.00128-24
  21. Lane D.J. 16S/23S sequencing // Nucleic acid techniques in bacterial systematics / Eds. Stackebrandt E., Goodfellow M. Chichester: John Wiley & Sons, Ltd. 1991. P. 115‒175.
  22. Magoč T., Salzberg S.L. FLASH: fast length adjustment of short reads to improve genome assemblies // Bioinformatics. 2011. V. 27. P. 2957‒2963. https://doi.org/10.1093/bioinformatics/btr507
  23. Nakahara N., Nobu M.K., Takaki Y., Miyazaki M., Tasumi E., Sakai S., Ogawara M., Yoshida N., Tamaki H., Yamanaka Y., Katayama A., Yamaguchi T., Takai K., Imachi H. Aggregatilinea lenta gen. nov., sp. nov., a slow-growing, facultatively anaerobic bacterium isolated from subseafloor sediment, and proposal of the new order Aggregatilineales ord. nov. within the class Anaerolineae of the phylum Chloroflexi // Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 2019. V. 69. P. 1185–1194. https://doi.org/10.1099/ijsem.0.003291
  24. Nubel U., Bateson M.M., Madigan M.T., Kuhl M., Ward D.M. Diversity and distribution in hypersaline microbial mats of bacteria related to Chloroflexus spp. // Appl. Environ. Microbiol. 2001. V. 67. P. 4365–4371. https://doi.org/10.1128/AEM.67.9.4365-4371.2001
  25. Quast C., Pruesse E., Yilmaz P., Gerken J., Schweer T., Yarza P., Glöckner F.O. The SILVA ribosomal RNA gene database project: improved data processing and web-based tools // Nucl. Acids Res. 2012. V. 41. P. 590‒596. https://doi.org/10.1093/nar/gks1219
  26. Sanger F., Nicklen S., Coulson A.R. DNA sequencing with chain-terminating inhibitors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1977. V. 84. P. 5463‒5467.
  27. Savvichev A.S., Kadnikov V.V., Rusanov I.I., Beletsky A.V., Krasnova E.D., Voronov D.A., Kallistova A.Yu., Veslopolova E.F., Zakharova E.E., Kokryatskaya N.M., Losyuk G.N., Demidenko N.A., Belyaev N.A., Sigalevich P.A., Mardanov A.V., Ravin N.V., Pimenov N.V. Microbial processes and microbial communities in the water column of the polar meromictic lake Bol’shie Khruslomeny at the White Sea coast // Front. Microbiol. 2020. V. 11. Art. 1945. https://doi.org/10.3389/ fmicb.2020.01945
  28. Thiel V., Tank M., Bryant D.A. Diversity of chlorophototrophic bacteria revealed in the omics era // Annu. Rev. Plant Biol. 2018. V. 69. P. 21–49. https://doi.org/10.1146/annurev-arplant-042817-040500
  29. Triadó-Margarit X., Vila X., Abella C.A. Novel green sulfur bacteria phylotypes detected in saline environments: ecophysiological characters versus phylogenetic taxonomy // Antonie van Leeuwenhoek. 2010. V. 97. P. 419–431. https://doi.org/10.1007/s10482-010-9420-x
  30. Van Gemerden H., Mas J. Ecology of phototrophic sulfur bacteria // Anoxygenic photosynthetic bacteria. 1995. V. 2. P. 49–85. https://doi.org/10.1007/0-306-47954-0_4
  31. Wasmund K., Mußmann M., Loy A. The life sulfuric: microbial ecology of sulfur cycling in marine sediments // Environ. Microbiol. 2017. V. 9. P. 323–344. https://doi.org/10.1111/1758-2229.12538

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2025

Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).