The Role of Spatial Organization of the Genome in the Regulation of Transcription

Cover Page

Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription Access

Abstract

The article considers the role of spatial organization of the genome in establishing communication between enhancers and promoters. Particular attention is paid to the genome-wide analysis of spatial contacts between enhancers and promoters and the identification of proteins involved in maintaining these contacts. The role of extrusion of chromatin loops by cohesin complexes in the movement of enhancers to target promoters is considered separately. The final part of the article analyzes problems that need to be solved. In particular, the question is considered of how close to the promoter in the physical space of the cell nucleus the enhancer should be to establish communication between these regulatory elements.

About the authors

S. V. Razin

Institute of Gene Biology of the Russian Academy of Sciences; Lomonosov Moscow State University

Email: sergey.v.razin@inbox.ru
Moscow, Russia

References

  1. Dekker J., Rippe K., Dekker M., Kleckner N. Capturing chromosome conformation // Science. 2002. V. 295. № 5558. P. 1306–1311.
  2. Cullen K.E., Kladde M.P., Seyfred M.A. Interaction between transcription regulatory regions of prolactin chromatin // Science. 1993. V. 261. № 5118. P. 203–206.
  3. Palstra R.J., Tolhuis B., Splinter E. et al. The beta-globin nuclear compartment in development and erythroid differentiation // Nat. Genet. 2003. V. 35. № 2. P. 190–194.
  4. Tolhuis B., Palstra R.J., Splinter E. et al. Looping and interaction between hypersensitive sites in the active beta-globin locus // Mol. Cell. 2002. V. 10. № 6. P. 1453–1465. https://doi.org/10.1016/S1097-2765(02)00781-5
  5. Vernimmen D., De Gobbi M., Sloane-Stanley J.A. et al. Long-range chromosomal interactions regulate the timing of the transition between poised and active gene expression // EMBO J. 2007. V. 26. № 8. P. 2041–2051. https://doi.org/10.1038/sj.emboj.7601654
  6. Vernimmen D., Marques-Kranc F., Sharpe J.A. et al. Chromosome looping at the human alpha-globin locus is mediated via the major upstream regulatory element (HS-40) // Blood. 2009. V. 114. № 19. P. 4253–4260. https://doi.org/10.1182/blood-2009-03-213439
  7. Philonenko E.S., Klochkov D.B., Borunova V.V. et al. TMEM8 – a non-globin gene entrapped in the globin web // Nucl. Acids Res. 2009. V. 37. № 22. P. 7394–7406. https://doi.org/10.1093/nar/gkp838
  8. Ulianov S.V., Gavrilov A.A., Razin S.V. Spatial organization of the chicken beta-globin gene domain in erythroid cells of embryonic and adult lineages // Epigenetics & Chromatin. 2012. V. 5. № 1. P. 16. https://doi.org/10.1186/1756-8935-5-16
  9. Williamson I., Berlivet S., Eskeland R. et al. Spatial genome organization: Contrasting views from chromosome conformation capture and fluorescence in situ hybridization // Genes Dev. 2014. V. 28. № 24. P. 2778–2791. https://doi.org/10.1101/gad.251694.114
  10. Williamson I., Lettice L.A., Hill R.E., Bickmore W.A. Shh and ZRS enhancer colocalisation is specific to the zone of polarising activity // Development. 2016. V. 143. № 16. P. 2994–3001. https://doi.org/10.1242/dev.139188
  11. Salem T., Gomard T., Court F. et al. Chromatin loop organization of the junb locus in mouse dendritic cells // Nucl. Acids Res. 2013. V. 41. № 19. P. 8908–8925. https://doi.org/10.1093/nar/gkt669
  12. Krivega I., Dean A. Chromatin looping as a target for altering erythroid gene expression // Ann. N.Y. Acad. Sci. 2016. V. 1368. № 1. P. 31–39. https://doi.org/10.1111/nyas.13012
  13. Breda L., Motta I., Lourenco S. et al. Forced chromatin looping raises fetal hemoglobin in adult sickle cells to higher levels than pharmacologic inducers // Blood. 2016. V. 128. № 8. P. 1139–1143. https://doi.org/10.1182/blood-2016-01-691089
  14. Deng W., Rupon J.W., Krivega I. et al. Reactivation of developmentally silenced globin genes by forced chromatin looping // Cell. 2014. V. 158. № 4. P. 849–860. https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.05.050
  15. Razin S.V., Ulianov S.V., Iarovaia O.V. Enhancer function in the 3D genome // Genes (Basel). 2023. V. 14. № 6. https://doi.org/10.3390/genes14061277
  16. Yang J.H., Hansen A.S. Enhancer selectivity in space and time: From enhancer-promoter interactions to promoter activation // Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 2024. V. 25. № 7. P. 574–591. https://doi.org/10.1038/s41580-024-00710-6
  17. Hamamoto K., Fukaya T. Molecular architecture of enhancer-promoter interaction // Curr. Opin. Cell. Biol. 2022. V. 74. P. 62–70. https://doi.org/10.1016/j.ceb.2022.01.003
  18. Ulianov S.V., Zakharova V.V., Galitsyna A.A. et al. Order and stochasticity in the folding of individual Drosophila genomes // Nat. Commun. 2021. V. 12. № 1. P. 41. https://doi.org/10.1038/s41467-020-20292-z
  19. Dixon J.R., Gorkin D.U., Ren B. Chromatin domains: The unit of chromosome organization // Mol. Cell. 2016. V. 62. № 5. P. 668–680. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2016.05.018
  20. Dixon J.R., Selvaraj S., Yue F. et al. Topological domains in mammalian genomes identified by analysis of chromatin interactions // Nature. 2012. V. 485. № 7398. С. 376–380. https://doi.org/10.1038/nature11082
  21. Sexton T., Yaffe E., Kenigsberg E. et al. Three-dimensional folding and functional organization principles of the Drosophila genome // Cell. 2012. V. 148. № 3. P. 458–472. https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.01.010
  22. Nora E.P., Lajoie B.R., Schulz E.G. et al. Spatial partitioning of the regulatory landscape of the X-inactivation centre // Nature. 2012. V. 485. № 7398. P. 381–385. https://doi.org/10.1038/nature11049
  23. Valton A.L., Dekker J. TAD disruption as oncogenic driver // Curr. Opin. Genet. Dev. 2016. V. 36. P. 34–40. https://doi.org/10.1016/j.gde.2016.03.008
  24. Tiukacheva E.A., Ulianov S.V., Karpukhina A. et al. 3D genome alterations and editing in pathology // Mol. Ther. 2023. V. 31. № 4. P. 924–933. https://doi.org/10.1016/j.ymthe.2023.02.005
  25. Franke M., Ibrahim D.M., Andrey G. et al. Formation of new chromatin domains determines pathogenicity of genomic duplications // Nature. 2016. V. 538. № 7624. P. 265–269. https://doi.org/10.1038/nature19800
  26. Lupianez D.G., Kraft K., Heinrich V. et al. Disruptions of topological chromatin domains cause pathogenic rewiring of gene-enhancer interactions // Cell. 2015. V. 161. № 5. P. 1012–1025. https://doi.org/10.1016/j.cell.2015.04.004
  27. Lupianez D.G., Spielmann M., Mundlos S. Breaking TADs: How alterations of chromatin domains result in disease // Trends Genet. 2016. V. 32. № 4. P. 225–237. https://doi.org/10.1016/j.tig.2016.01.003
  28. Sanborn A.L., Rao S.S., Huang S.C. et al. Chromatin extrusion explains key features of loop and domain formation in wild-type and engineered genomes // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2015. V. 112. № 47. P. E6456–E6465. https://doi.org/10.1073/pnas.1518552112
  29. Fudenberg G., Imakaev M., Lu C. et al. Formation of chromosomal domains by loop extrusion // Cell Rep. 2016. V. 15. № 9. P. 2038–2049. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2016.04.085
  30. Wutz G., Varnai C., Nagasaka K. et al. Topologically associating domains and chromatin loops depend on cohesin and are regulated by CTCF, WAPL, and PDS5 proteins // EMBO J. 2017. V. 36. № 24. P. 3573–3599. https://doi.org/10.15252/embj.201798004
  31. Bintu B., Mateo L.J., Su J.H. et al. Super-resolution chromatin tracing reveals domains and cooperative interactions in single cells // Science. 2018. T. 362. № 6413. https://doi.org/10.1126/science.aau1783
  32. Palstra R.J. Close encounters of the 3C kind: Longrange chromatin interactions and transcriptional regulation // Brief. Funct. Genomic Proteomic. 2009. V. 8. № 4. P. 297–309. 33. Holwerda S., de Laat W. Chromatin loops, gene positioning, and gene expression // Front. Genet. 2012. V. 3. https://doi.org/10.3389/fgene.2012.00217
  33. Li X., Levine M. What are tethering elements? // Curr. Opin. Genet. Dev. 2024. V. 84. https://doi.org/10.1016/j.gde.2023.102151
  34. Calhoun V.C., Levine M. Long-range enhancer-promoter interactions in the Scr-Antp interval of the Drosophila antennapedia complex // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. № 17. P. 9878–9883. https://doi.org/10.1073/pnas.1233791100
  35. Harke J., Lee J.R., Nguyen S.C. et al. Multiple allelic configurations govern long-range Shh enhancer-promoter communication in the embryonic forebrain // Mol. Cell. 2024. V. 84. № 24. P. 4698–4710. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2024.10.042
  36. Golov A.K., Gavrilov A.A., Kaplan N., Razin S.V. A genome-wide nucleosome-resolution map of promoter-centered interactions in human cells corroborates the enhancer-promoter looping model // Elife. 2024. V. 12. https://doi.org/10.7554/eLife.91596
  37. Hsieh T.H., Weiner A., Lajoie B. et al. Mapping nucleosome resolution chromosome folding in yeast by Micro-C // Cell. 2015. V. 162. № 1. P. 108–119. https://doi.org/10.1016/j.cell.2015.05.048
  38. Fulco C.P., Munschauer M., Anyoha R. et al. Systematic mapping of functional enhancer-promoter connections with CRISPR interference // Science. 2016. V. 354. № 6313. P. 769–773. https://doi.org/10.1126/science.aag2445
  39. Shukla A., Huangfu D. Decoding the noncoding genome via large-scale CRISPR screens // Curr. Opin. Genet. Dev. 2018. V. 52. P. 70–76. https://doi.org/10.1016/j.gde.2018.06.001
  40. Gasperini M., Hill A.J., McFaline-Figueroa J.L. et al. A genome-wide framework for mapping gene regulation via cellular genetic screens // Cell. 2019. V. 176. № 1–2. P. 377–390. https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.11.029
  41. Fulco C.P., Nasser J., Jones T.R. et al. Activity-by-contact model of enhancer-promoter regulation from thousands of CRISPR perturbations // Nat. Genet. 2019. V. 51. № 12. P. 1664–1669. https://doi.org/10.1038/s41588-019-0538-0
  42. Murphy D., Salataj E., Di Giammartino D.C. et al. 3D enhancer-promoter networks provide predictive features for gene expression and coregulation in early embryonic lineages // Nat. Struct. Mol. Biol. 2024. V. 31. № 1. P. 125–140. https://doi.org/10.1038/s41594-023-01130-4
  43. Zhu Y., Rosenfeld M.G., Suh Y. Ultrafine mapping of chromosome conformation at hundred basepair resolution reveals regulatory genome architecture // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2023. V. 120. № 45. https://doi.org/10.1073/pnas.2313285120
  44. Dekker J., Mirny L. The 3D Genome as moderator of chromosomal communication // Cell. 2016. V. 164. № 6. P. 1110–1121. https://doi.org/10.1016/j.cell.2016.02.007
  45. Lucas J.S., Zhang Y., Dudko O.K., Murre C. 3D trajectories adopted by coding and regulatory DNA elements: First-passage times for genomic interactions // Cell. 2014. V. 158. № 2. P. 339–352. https://doi.org/10.1016/j.cell.2014.05.036
  46. Valton A.L., Venev S.V., Mair B. et al. A cohesin traffic pattern genetically linked to gene regulation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2022. V. 29. № 12. P. 1239–1251. https://doi.org/10.1038/s41594-022-00890-9
  47. Rinzema N.J., Sofiadis K., Tjalsma S.J.D. et al. Building regulatory landscapes reveals that an enhancer can recruit cohesin to create contact domains, engage CTCF sites and activate distant genes // Nat. Struct. Mol. Biol. 2022. V. 29. № 6. P. 563–574. https://doi.org/10.1038/s41594-022-00787-7
  48. Vos E.S.M., Valdes-Quezada C., Huang Y. et al. Interplay between CTCF boundaries and a super enhancer controls cohesin extrusion trajectories and gene expression // Mol. Cell. 2021. V. 81. № 15. P. 3082–3095. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2021.06.008
  49. Kane L., Williamson I., Flyamer I.M. et al. Cohesin is required for long-range enhancer action at the Shh locus // Nat. Struct. Mol. Biol. 2022. V. 29. № 9. P. 891–897. https://doi.org/10.1038/s41594-022-00821-8
  50. Guckelberger P., Doughty B.R., Munson G. et al. Cohesin-mediated 3D contacts tune enhancer-promoter regulation // bioRxiv. 2024. https://doi.org/10.1101/2024.07.12.603288
  51. Golov A.K., Gavrilov A.A. Cohesin-dependent loop extrusion: Molecular mechanics and role in cell physiology // Biochemistry (Mosc.). 2024. V. 89. № 4. P. 601–625. https://doi.org/10.1134/S0006297924040023
  52. Golov A.K., Gavrilov A.A. Cohesin complex: Structure
  53. and principles of interaction with DNA // Biochemistry (Mosc). 2024. V. 89. № 4. P. 585–600. https://doi.org/10.1134/S0006297924040011
  54. Kim Y., Shi Z., Zhang H. et al. Human cohesin compacts DNA by loop extrusion // Science. 2019. V. 366. № 6471. P. 1345–1349. https://doi.org/10.1126/science.aaz4475
  55. Galitsyna A., Ulianov S.V., Bykov N.S. et al. Extrusion fountains are hallmarks of chromosome organization emerging upon zygotic genome activation // bioRxiv. 2023. https://doi.org/10.1101/2023.07.15.549120
  56. Ing-Simmons E., Seitan V.C., Faure A.J. et al. Spatial enhancer clustering and regulation of enhancer-proximal genes by cohesin // Genome Res. 2015. V. 25. № 4. P. 504–513. https://doi.org/10.1101/gr.184986.114
  57. Fursova N.A., Larson D.R. Transcriptional machinery as an architect of genome structure // Curr. Opin. Struct. Biol. 2024. V. 89. https://doi.org/10.1016/j.sbi.2024.102920
  58. Kubo N., Ishii H., Xiong X. et al. Promoter-proximal CTCF binding promotes distal enhancer-dependent gene activation // Nat. Struct. Mol. Biol. 2021. V. 28. № 2. P. 152–161. https://doi.org/10.1038/s41594-020-00539-5
  59. Ren G., Jin W., Cui K. et al. CTCF-mediated enhancer-promoter interaction is a critical regulator of cell-to-cell variation of gene expression // Mol. Cell. 2017. V. 67. № 6. P. 1049–1058 e1046. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2017.08.026
  60. Banigan E.J., Tang W., van den Berg A.A. et al. Transcription shapes 3D chromatin organization by interacting with loop extrusion // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2023. V. 120. № 11. https://doi.org/10.1073/pnas.2210480120
  61. Zhang S., Ubelmesser N., Barbieri M., Papantonis A. Enhancer-promoter contact formation requires RNAPII and antagonizes loop extrusion // Nat. Genet. 2023. V. 55. № 5. P. 832–840. https://doi.org/10.1038/s41588-023-01364-4
  62. Brandao H.B., Paul P., van den Berg A.A. et al. RNA polymerases as moving barriers to condensin loop extrusion // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2019. V. 116. № 41. P. 20489–20499. https://doi.org/10.1073/pnas.1907009116
  63. Hsieh T.S., Cattoglio C., Slobodyanyuk E. et al. Enhancer-promoter interactions and transcription are largely maintained upon acute loss of CTCF, cohesin, WAPL or YY1 // Nat. Genet. 2022. V. 54. № 12. P. 1919–1932. https://doi.org/10.1038/s41588-022-01223-8
  64. Rao S.S.P., Huang S.C., Glenn St Hilaire B. et al. Cohesin loss eliminates all loop domains // Cell. 2017. V. 171. № 2. P. 305–320. https://doi.org/10.1016/j.cell.2017.09.026
  65. Schwarzer W., Abdennur N., Goloborodko A. et al. Two independent modes of chromatin organization revealed by cohesin removal // Nature. 2017. V. 551. № 7678. P. 51–56. https://doi.org/10.1038/nature24281
  66. Ulianov S.V., Velichko A.K., Magnitov M.D. et al. Suppression of liquid-liquid phase separation by 1,6-hexanediol partially compromises the 3D genome organization in living cells // Nucl. Acids Res. 2021. V. 49. № 18. P. 10524–10541. https://doi.org/10.1093/nar/gkab249
  67. Oo J.A., Warwick T., Palfi K. et al. Long non-coding RNAs direct the SWI/SNF complex to cell type-specific enhancers // Nat. Commun. 2025. V. 16. № 1. P. 131. https://doi.org/10.1038/s41467-024-55539-6
  68. Serra F., Nieto-Aliseda A., Fanlo-Escudero L. et al. p53 rapidly restructures 3D chromatin organization to trigger a transcriptional response // Nat. Commun. 2024. V. 15. № 1. P. 2821. https://doi.org/10.1038/s41467-024-46666-1
  69. Rubio L.S., Mohajan S., Gross D.S. Heat shock factor 1 forms nuclear condensates and restructures the yeast genome before activating target genes // Elife. 2024. V. 12. https://doi.org/10.7554/eLife.92464
  70. Chowdhary S., Kainth A.S., Paracha S. et al. Inducible transcriptional condensates drive 3D genome reorganization in the heat shock response // Mol. Cell. 2022. V. 82. № 22. P. 4386–4399 e4387. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2022.10.013
  71. De Laat W., Grosveld F. Spatial organization of gene expression: The active chromatin hub // Chromosome Res. 2003. V. 11. P. 447–459.
  72. Gavrilov A.A., Gushchanskaya E.S., Strelkova O. et al. Disclosure of a structural milieu for the proximity ligation reveals the elusive nature of an active chromatin hub // Nucl. Acids Res. 2013. V. 41. № 6. P. 3563–3575. https://doi.org/10.1093/nar/gkt067
  73. Gavrilov A., Eivazova E., Priozhkova I. et al. Chromosome conformation capture (from 3C to 5C) and its ChIP-based modification // Methods Mol. Biol. 2009. V. 567. P. 171–188.
  74. De Wit E., de Laat W. A decade of 3C technologies: Insights into nuclear organization // Genes Dev. 2012. V. 26. № 1. P. 11–24.
  75. Denker A., de Laat W. The second decade of 3C technologies: Detailed insights into nuclear organization // Genes Dev. 2016. V. 30. № 12. P. 1357–1382. https://doi.org/10.1101/gad.281964.116
  76. Gavrilov A.A., Chetverina H.V., Chermnykh E.S. et al. Quantitative analysis of genomic element interactions by molecular colony technique // Nucl. Acids Res. 2014. V. 42. № 5. P. e36. https://doi.org/10.1093/nar/gkt1322
  77. Gavrilov A.A., Golov A.K., Razin S.V. Actual ligation frequencies in the chromosome conformation capture procedure // PLoS One. 2013. V. 8. № 3. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0060403
  78. Heist T., Fukaya T., Levine M. Large distances separate coregulated genes in living Drosophila embryos // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2019. V. 116. № 30. P. 15062–15067. https://doi.org/10.1073/pnas.1908962116
  79. Chen H., Levo M., Barinov L. et al. Dynamic interplay between enhancer-promoter topology and gene activity // Nat. Genet. 2018. V. 50. № 9. P. 1296–1303. https://doi.org/10.1038/s41588-018-0175-z
  80. Li J., Hsu A., Hua Y. et al. Single-gene imaging links genome topology, promoter-enhancer communication and transcription control // Nat. Struct. Mol. Biol. 2020. V. 27. № 11. P. 1032–1040. https://doi.org/10.1038/s41594-020-0493-6
  81. Thiecke M.J., Wutz G., Muhar M. et al. Cohesin-dependent and -independent mechanisms mediate chromosomal contacts between promoters and enhancers // Cell Rep. 2020. V. 32. № 3. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2020.107929
  82. Karr J.P., Ferrie J.J., Tjian R., Darzacq X. The transcription factor activity gradient (TAG) model: Contemplating a contact-independent mechanism for enhancer-promoter communication // Genes Dev. 2022. V. 36. № 1–2. P. 7–16. https://doi.org/10.1101/gad.349160.121
  83. Wurmser A., Basu S. Enhancer-promoter communication: It's not just about contact // Front. Mol. Biosci. 2022. V. 9. https://doi.org/10.3389/fmolb.2022.867303

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download

Copyright (c) 2025 Russian Academy of Sciences

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».