Особенности получения и дифференцировки индуцированных плюрипотентных стволовых клеток в клетки сетчатки для моделирования наследственных заболеваний человека

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Использование технологии получения индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК) с их последующей дифференцировкой является перспективным подходом для изучения патогенеза заболеваний и разработки способов терапии оптических нейропатий и ретинопатий — наиболее распространённых типов патологий зрительной системы, при которых происходит дегенерация ганглиозных клеток сетчатки (и как следствие — атрофия зрительного нерва) или поражаются клетки пигментного эпителия и фоторецепторы, соответственно. Перспектива получения специфичных для пациента ИПСК добавила мощный альтернативный инструмент обнаружения новых вызывающих заболевания мутаций, изучения взаимосвязей между генотипом и фенотипом, проведения скрининга терапевтической токсичности и разработки персонализированной клеточной терапии оптических нейропатий и ретинопатий.

Многочисленные работы демонстрируют возможность создания из ИПСК различных типов клеток сетчатки, что обеспечивает бурное развитие направления исследований заболеваний человека, для которых отсутствуют релевантные животные модели или ограничен доступ к первичным тканям и клеткам человека.

В настоящем обзоре представлено разнообразие протоколов по получению из соматических клеток ИПСК с их последующей дифференцировкой с акцентом на наблюдаемые биологические эффекты получаемых клеточных культур, в том числе и органоидов, а также обсуждаются перспективы использования таких моделей. Статья может быть полезна исследователям, изучающим патогенез различных наследственных форм слепоты, и разработчикам подходов к терапии этих заболеваний, нуждающимся в получении релевантной клеточной модели.

Об авторах

Евгений Витальевич Лапшин

Научно-технологический университет «Сириус»

Автор, ответственный за переписку.
Email: lapshin.ev@talantiuspeh.ru
ORCID iD: 0000-0003-4404-2758
Россия, пгт Сириус, Краснодарский край

Юлия Геннадьевна Гершович

Научно-технологический университет «Сириус»

Email: jg.gershovich@gmail.com
ORCID iD: 0000-0002-6740-438X

канд. биол. наук

Россия, пгт Сириус, Краснодарский край

Екатерина Сергеевна Минская

Научно-технологический университет «Сириус»

Email: minskaya.es@talantiuspeh.ru
ORCID iD: 0000-0002-1137-373X
SPIN-код: 9750-6964

канд. биол. наук

Россия, пгт Сириус, Краснодарский край

Александр Владимироваич Карабельский

Научно-технологический университет «Сириус»

Email: karabelskiy.av@siriusuniversity.ru
ORCID iD: 0000-0002-6391-5182
SPIN-код: 6898-8414

канд. биол. наук

Россия, пгт Сириус, Краснодарский край

Список литературы

  1. Takahashi K., Tanabe K., Ohnuki M., et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors // Cell. 2007. Vol. 131, N 5. P. 861–872. doi: 10.1016/j.cell.2007.11.019
  2. Maherali N., Sridharan R., Xie W., et al. Directly reprogrammed fibroblasts show global epigenetic remodeling and widespread tissue contribution // Cell Stem Cell. 2007. Vol. 1, N 1. P. 55–70. doi: 10.1016/j.stem.2007.05.014
  3. Park I.H., Zhao R., West J.A., et al. Reprogramming of human somatic cells to pluripotency with defined factors // Nature. 2008. Vol. 451, N 7175. P. 141–146. doi: 10.1038/nature06534
  4. Lowry W.E., Richter L., Yachechko R., et al. Generation of human induced pluripotent stem cells from dermal fibroblasts // Proc Natl Acad Sci U S A. 2008. Vol. 105, N 8. P. 2883–2888. doi: 10.1073/pnas.0711983105
  5. Gill K.P., Hewitt A.W., Davidson K.C., et al. Methods of retinal ganglion cell differentiation from pluripotent stem cells // Transl Vis Sci Technol. 2014. Vol. 3, N 4. P. 7. doi: 10.1167/tvst.3.3.7
  6. Chen M., Chen Q., Sun X., et al. Generation of retinal ganglion-like cells from reprogrammed mouse fibroblasts // Invest Ophthalmol Vis Sci. 2010. Vol. 51, N 11. P. 5970–5978. doi: 10.1167/iovs.09-4504
  7. Meng F., Wang X., Gu P., et al. Induction of retinal ganglion-like cells from fibroblasts by adenoviral gene delivery // Neuroscience. 2013. Vol. 250. P. 381–393. doi: 10.1016/j.neuroscience.2013.07.001
  8. Ohlemacher S.K., Sridhar A., Xiao Y., et al. Stepwise differentiation of retinal ganglion cells from human pluripotent stem cells enables analysis of glaucomatous neurodegeneration // Stem Cells. 2016. Vol. 34, N 6. P. 1553–1562. doi: 10.1002/stem.2356
  9. Parameswaran S., Balasubramanian S., Babai N., et al. Induced pluripotent stem cells generate both retinal ganglion cells and photoreceptors: therapeutic implications in degenerative changes in glaucoma and age-related macular degeneration // Stem Cells. 2010. Vol. 28, N 4. P. 695–703. doi: 10.1002/stem.320
  10. Sluch V.M., Davis C.H., Ranganathan V., et al. Differentiation of human ESCs to retinal ganglion cells using a CRISPR engineered reporter cell line // Sci Rep. 2015. Vol. 5. P. 16595. doi: 10.1038/srep16595
  11. Tanaka T., Yokoi T., Tamalu F., et al. Generation of retinal ganglion cells with functional axons from human induced pluripotent stem cells // Sci Rep. 2015. Vol. 5. P. 8344. doi: 10.1038/srep08344
  12. Xie B.B., Zhang X.M., Hashimoto T., et al. Differentiation of retinal ganglion cells and photoreceptor precursors from mouse induced pluripotent stem cells carrying an Atoh7/Math5 lineage reporter // PLoS One. 2014. Vol. 9, N 11. e112175. doi: 10.1371/journal.pone.0112175
  13. Wu Y.R., Wang A.G., Chen Y.T., et al. Bioactivity and gene expression profiles of hiPSC-generated retinal ganglion cells in MT-ND4 mutated Leber’s hereditary optic neuropathy // Exp Cell Res. 2018. Vol. 363, N 2. P. 299–309. doi: 10.1016/j.yexcr.2018.01.020
  14. Yang Y.P., Chang Y.L., Lai Y.H., et al. Retinal circular RNA hsa_circ_0087207 expression promotes apoptotic cell death in induced pluripotent stem cell-derived Leber’s hereditary optic neuropathy-like models // Biomedicines. 2022. Vol. 10, N 4. P. 788. doi: 10.3390/biomedicines10040788
  15. Wong R.C.B., Lim S.Y., Hung S.S.C., et al. Mitochondrial replacement in an iPSC model of Leber’s hereditary optic neuropathy // Aging (Albany NY). 2017. Vol. 9, N 4. P. 1341–1350. doi: 10.18632/aging.101231
  16. Das A., Bell C.M., Berlinicke C.A., et al. Programmed switch in the mitochondrial degradation pathways during human retinal ganglion cell differentiation from stem cells is critical for RGC survival // Redox Biol. 2020. Vol. 34. P. 101465. doi: 10.1016/j.redox.2020.101465
  17. Buchholz D.E., Pennington B.O., Croze R.H., et al. Rapid and efficient directed differentiation of human pluripotent stem cells into retinal pigmented epithelium // Stem Cells Transl Med. 2013. Vol. 2, N 5. P. 384–393. doi: 10.5966/sctm.2012-0163
  18. Reichman S., Terray A., Slembrouck A., et al. From confluent human iPS cells to self-forming neural retina and retinal pigmented epithelium // Proc Natl Acad Sci U S A. 2014. Vol. 111, N 23. P. 8518–8523. doi: 10.1073/pnas.1324212111
  19. Kuwahara A., Ozone C., Nakano T., et al. Generation of a ciliary margin-like stem cell niche from self organizing human retinal tissue // Nat Commun. 2015. Vol. 6. P. 6286. doi: 10.1038/ncomms7286
  20. Meyer J.S., Howden S.E., Wallace K.A., et al. Optic vesicle-like structures derived from human pluripotent stem cells facilitate a customized approach to retinal disease treatment // Stem Cells. 2011. Vol. 29, N 8. P. 1206–1218. doi: 10.1002/stem.674
  21. Yang Y.P., Nguyen P.N.N., Lin T.C., et al. Glutamate stimulation dysregulates AMPA receptors-induced signal transduction pathway in Leber’s inherited optic neuropathy patient-specific hiPSC-derived retinal ganglion cells // Cells. 2019. Vol. 8, N 6. P. 625. doi: 10.3390/cells8060625
  22. Idelson M., Alper R., Obolensky A., et al. Directed differentiation of human embryonic stem cells into functional retinal pigment epithelium cells // Cell Stem Cell. 2009. Vol. 5, N 4. P. 396–408. doi: 10.1016/j.stem.2009.07.002
  23. Osakada F., Jin Z.B., Hirami Y., et al. In vitro differentiation of retinal cells from human pluripotent stem cells by small-molecule induction // J Cell Sci. 2009. Vol. 122, Pt 17. P. 3169–3179. doi: 10.1242/jcs.050393
  24. Szabo N.E., Zhao T., Zhou X., Alvarez-Bolado G. The role of Sonic hedgehog of neural origin in thalamic differentiation in the mouse // J Neurosci. 2009. Vol. 29, N 8. P. 2453–2466. doi: 10.1523/JNEUROSCI.4524-08.2009
  25. Badea T.C., Williams J., Smallwood P., et al. Combinatorial expression of Brn3 transcription factors in somatosensory neurons: genetic and morphologic analysis // J Neurosci. 2012. Vol. 32, N 3. P. 995–1007. doi: 10.1523/JNEUROSCI.4755-11.2012
  26. Riazifar H., Jia Y., Chen J., et al. Chemically induced specification of retinal ganglion cells from human embryonic and induced pluripotent stem cells // Stem Cells Transl Med. 2014. Vol. 3, N 4. P. 424–432. doi: 10.5966/sctm.2013-0147
  27. Yang T.C., Yarmishyn A.A., Yang Y.P., et al. Mitochondrial transport mediates survival of retinal ganglion cells in affected LHON patients // Hum Mol Genet. 2020. Vol. 29, N 9. P. 1454–1464. doi: 10.1093/hmg/ddaa063
  28. Nie Z., Wang C., Chen J., et al. Abnormal morphology and function in retinal ganglion cells derived from patients-specific iPSCs generated from individuals with Leber’s hereditary optic neuropathy // Hum Mol Genet. 2023. Vol. 32, N 2. P. 231–243. doi: 10.1093/hmg/ddac190
  29. Ji D., Su X., Hu C., et al. Generation of an induced pluripotent stem cell line from a patient with leber’s hereditary optic neuropathy carrying a homoplasmic m.3635G > A mutation in the mitochondrial ND1 gene // Stem Cell Res. 2022. Vol. 63. P. 102858. doi: 10.1016/j.scr.2022.102858
  30. Teo A.K., Arnold S.J., Trotter M.W., et al. Pluripotency factors regulate definitive endoderm specification through eomesodermin // Genes Dev. 2011. Vol. 25, N 3. P. 238–250. doi: 10.1101/gad.607311
  31. International Stem Cell Initiative. Assessment of established techniques to determine developmental and malignant potential of human pluripotent stem cells // Nat Commun. 2018. Vol. 9, N 1. P. 1925. doi: 10.1038/s41467-018-04011-3
  32. Lidgerwood G.E., Lim S.Y., Crombie D.E., et al. Defined medium conditions for the induction and expansion of human pluripotent stem cell-derived retinal pigment epithelium // Stem Cell Rev Rep. 2016. Vol. 12, N 2. P. 179–188. doi: 10.1007/s12015-015-9636-2
  33. D’Antonio-Chronowska A., D’Antonio M., Frazer K.A. In vitro differentiation of human iPSC-derived retinal pigment epithelium cells (iPSC-RPE) // Bio Protoc. 2019. Vol. 9, N 24. P. e3469. doi: 10.21769/BioProtoc.3469
  34. Hazim R.A., Karumbayaram S., Jiang M., et al. Differentiation of RPE cells from integration-free iPS cells and their cell biological characterization // Stem Cell Res Ther. 2017. Vol. 8, N 1. P. 217. Corrected and republished from: Stem Cell Res Ther. 2019. Vol. 10, N 1. P. 52. doi: 10.1186/s13287-017-0652-9
  35. Sharma R., Khristov V., Rising A., et al. Clinical-grade stem cell–derived retinal pigment epithelium patch rescues retinal degeneration in rodents and pigs // Sci Transl Med. 2019. Vol. 11, N 475. P. eaat5580. Corrected and republished from: Sci Transl Med. 2019. Vol. 11, N 478. doi: 10.1126/scitranslmed.aat5580
  36. Ржанова Л.А., Кузнецова A.В., Александрова M.А. Репрограммирование дифференцированного ретинального пигментного эпителия млекопитающих и человека: современные достижения и перспективы // Онтогенез. 2020. Т. 51, № 4. С. 254–274. EDN: RXSBOK doi: 10.31857/S0475145020040060
  37. Hallam D., Hilgen G., Dorgau B., et al. Human-induced pluripotent stem cells generate light responsive retinal organoids with variable and nutrient-dependent efficiency // Stem Cells. 2018. Vol. 36, N 10. P. 1535–1551. doi: 10.1002/stem.2883
  38. Hau K.L., Lane A., Guarascio R., Cheetham M.E. Eye on a dish models to evaluate splicing modulation // Methods Mol Biol. 2022. Vol. 2434. P. 245–255. doi: 10.1007/978-1-0716-2010-6_16
  39. Christensen D.R.G., Brown F.E., Cree A.J., et al. Sorsby fundus dystrophy — a review of pathology and disease mechanisms // Exp Eye Res. 2017. Vol. 165. P. 35–46. doi: 10.1016/j.exer.2017.08.014
  40. Hongisto H., Dewing J.M., Christensen D.R., et al. In vitro stem cell modelling demonstrates a proof-of-concept for excess functional mutant TIMP3 as the cause of Sorsby fundus dystrophy // J Pathol. 2020. Vol. 252, N 2. P. 138–150. doi: 10.1002/path.5506
  41. Galloway C.A., Dalvi S., Hung S.S.C., et al. Drusen in patient derived hiPSC-RPE models of macular dystrophies // Proc Natl Acad Sci U S A. 2017. Vol. 114, N 39. P. E8214–E8223. doi: 10.1073/pnas.1710430114
  42. Mandai M., Watanabe A., Kurimoto Y., et al. Autologous induced stem-cell-derived retinal cells for macular degeneration // N Engl J Med. 2017. Vol. 376, N 11. P. 1038–1046. doi: 10.1056/NEJMoa1608368
  43. Lukovic D., Artero Castro A., Kaya K.D., et al. Retinal organoids derived from hiPSCs of an AIPL1-LCA patient maintain cytoarchitecture despite reduced levels of mutant AIPL1 // Sci Rep. 2020. Vol. 10, N 1. P. 5426. doi: 10.1038/s41598-020-62047-2
  44. Perdigão P.R.L., Ollington B., Sai H., et al. Retinal organoids from an AIPL1 CRISPR/Cas9 knockout cell line successfully recapitulate the molecular features of LCA4 disease // Int J Mol Sci. 2023. Vol. 24, N 6. P. 5912. doi: 10.3390/ijms24065912
  45. Leung A., Sacristan-Reviriego A., Perdigão P.R.L., et al. Investigation of PTC124-mediated translational readthrough in a retinal organoid model of AIPL1-associated Leber congenital amaurosis // Stem Cell Reports. 2022. Vol. 17, N 10. P. 2187–2202. doi: 10.1016/j.stemcr.2022.08.005
  46. Eade K.T., Ansell B.R.E., Giles S., et al. iPSC-derived retinal pigmented epithelial cells from patients with macular telangiectasia show decreased mitochondrial function // J Clin Invest. 2023. Vol. 133, N 9. P. e163771. doi: 10.1172/JCI163771
  47. Liang Y., Tan F., Sun X., et al. Aberrant retinal pigment epithelial cells derived from induced pluripotent stem cells of a retinitis pigmentosa patient with the PRPF6 mutation // Int J Mol Sci. 2022. Vol. 23, N 16. P. 9049. doi: 10.3390/ijms23169049
  48. Lane A., Jovanovic K., Shortall C., et al. Modeling and rescue of RP2 retinitis pigmentosa using iPSC-derived retinal organoids // Stem Cell Reports. 2020. Vol. 15, N 1. P. 67–79. doi: 10.1016/j.stemcr.2020.05.007
  49. Шеремет Н.Л., Микаелян А.А., Андреев А.Ю., и др. Возможности экспериментального моделирования повреждающего воздействия на пигментный эпителий сетчатки // Вестник офтальмологии. 2021. Т. 137, № 1. С. 5–12. EDN: GARRBX doi: 10.17116/oftalma20211370115
  50. Нероева Н.В., Нероев В.В., Катаргина Л.А., и др. Заместительная трансплантация стволовыми клетками при атрофии ретинального пигментного эпителия в эксперименте // Вестник офтальмологии. 2022. Т. 138, № 3. С. 7–15. EDN: DESQXT doi: 10.17116/oftalma20221380317
  51. Харитонов A.E., Сурдина A.В., Лебедева O.С., и др. Возможности использования плюрипотентных стволовых клеток для восстановления поврежденного пигментного эпителия сетчатки глаза // Acta Naturae. 2018. Т. 10, № 3. C. 31–41. EDN: SKFHIN doi: 10.32607/20758251-2018-10-3-30-39
  52. Nakano T., Ando S., Takata N., et al. Self-formation of optic cups and storable stratified neural retina from human ESCs // Cell Stem Cell. 2012. Vol. 10, N 6. P. 771–785. doi: 10.1016/j.stem.2012.05.009
  53. Mellough C.B., Collin J., Queen R., et al. Systematic comparison of retinal organoid differentiation from human pluripotent stem cells reveals stage specific, cell line, and methodological differences // Stem Cell Transl Med. 2019. Vol. 8, N 7. P. 694–706. doi: 10.1002/sctm.18-0267
  54. Zhong X., Gutierrez C., Xue T., et al. Generation of three-dimensional retinal tissue with functional photoreceptors from human iPSCs // Nat Commun. 2014. Vol. 5. P. 4047. doi: 10.1038/ncomms5047
  55. Wahlin K.J., Maruotti J.A., Sripathi S.R., et al. Photoreceptor outer segment-like structures in long-term 3D retinas from human pluripotent stem cells // Sci Rep. 2017. Vol. 7, N 1. P. 766. doi: 10.1038/s41598-017-00774-9
  56. Zhang Z., Xu Z., Yuan F., et al. Retinal organoid technology: where are we now? // Int J Mol Sci. 2021. Vol. 22, N 19. P. 10244. doi: 10.3390/ijms221910244
  57. Singh M.S., Park S.S., Albini T.A., et al. Retinal stem cell transplantation: balancing safety and potential // Prog Retin Eye Res. 2020. Vol. 75. P. 100779. doi: 10.1016/j.preteyeres.2019.100779
  58. Reichman S., Slembrouck A., Gagliardi G., et al. Generation of storable retinal organoids and retinal pigmented epithelium from adherent human iPS cells in xeno-free and feeder-free conditions // Stem Cells. 2017. Vol. 35, N 5. P. 1176–1188. doi: 10.1002/stem.2586

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Поэтапные морфологические изменения в культуре клеток при дифференцировке в клетки сетчатки. ИПСК — индуцированные плюрипотентные стволовые клетки, ПЭС — пигментный эпителий сетчатки, ГКС — ганглиозные клетки сетчатки

Скачать (1MB)
Метаданные

© Эко-Вектор, 2024

Ссылка на описание лицензии: https://eco-vector.com/for_authors.php#07

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».