Морфологические изменения нейрональных предшественников, полученных из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток человека и трансплантированных в стриатум крыс с моделью болезни Паркинсона

Обложка

Цитировать

Полный текст

Аннотация

Введение. Разработка клеточной терапии для пациентов с болезнью Паркинсона (БП) предполагает создание протоколов на основе трансплантации нейронов, полученных из индуцированных плюрипотентных стволовых клеток (ИПСК) человека, в поражённую область головного мозга.

Цель исследования — охарактеризовать нейроны, трансплантированные в мозг крысы, для оценки эффективности нейротрансплантации на животной модели БП.

Материалы и методы. Нейроны, полученные из ИПСК человека (линия IPSRG4S), трансплантировали в стриатум крыс с интранигральным введением 6-OHDA в качестве модели БП. Затем проводили иммуноокрашивание для выявления экспрессии глиальных и нейрональных маркеров в трансплантированных клетках в срок 2–24 нед после трансплантации.

Результаты. Через 4 нед в трансплантате зарегистрировано увеличение экспрессии маркеров зрелых нейронов на фоне снижения экспрессии маркеров нейрональных предшественников и первичной провоспалительной реакции глии. Дифференцировка и созревание нейрональных клеток в трансплантате продолжались более 3 мес. На более поздних сроках (3 и 6 мес) в трансплантате выявляли две зоны: содержащую преимущественно трансплантированные нейроны и образованную в основном астроцитами человека. В мозолистом теле и окружающей ткани полосатого тела обнаружены отростки нейронов человека, в трансплантате — крупные нейроны человека, экспрессирующие тирозингидроксилазу.

Заключение. Установленные в работе морфологические особенности трансплантата на разных сроках позволяют глубже понять патофизиологию и временные закономерности интеграции новых дофаминергических нейронов и реиннервации стриатума у крыс с моделью БП в отдалённом послеоперационном периоде.

Об авторах

Дмитрий Николаевич Воронков

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0001-5222-5322

к.б.н., с.н.с. лаб. нейроморфологии

Россия, Москва

Алла Вадимовна Ставровская

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Автор, ответственный за переписку.
Email: alla_stav@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-8689-0934

к.б.н., в.н.с. лаб. экспериментальной патологии нервной системы

Россия, Москва

Ольга Сергеевна Лебедева

ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени Ю.М. Лопухина»

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0003-0767-5265

с.н.с. лаб. клеточной биологии

Россия, Москва

Вен Ли

Китайский медицинский университет

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0002-0383-0240

PhD, профессор, Институт наук о здоровье

Тайвань, Шеньянг

Артем Сергеевич Ольшанский

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0002-5696-8032

к.б.н., с.н.с. лаб. экспериментальной патологии нервной системы

Россия, Москва

Анастасия Сергеевна Гущина

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0003-3026-0279

н.с. лаб. экспериментальной патологии нервной системы

Россия, Москва

Марина Рафаиловна Капкаева

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0002-2833-2897

м.н.с. лаб. нейробиологии и тканевой инженерии

Россия, Москва

Александра Никитична Богомазова

ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени Ю.М. Лопухина»

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0003-1549-1984

зав. лаб. клеточной биологии

Россия, Москва

Мария Андреевна Лагарькова

ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени Ю.М. Лопухина»

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0001-9594-1134

д.б.н., чл.-корр. РАН, ген. директор

Россия, Москва

Сергей Николаевич Иллариошкин

ФГБНУ «Научный центр неврологии»

Email: annaly-nevrologii@neurology.ru
ORCID iD: 0000-0002-2704-6282

д.м.н., академик РАН, зам. директора по научной работе

Россия, Москва

Список литературы

  1. Lebedeva O.S., Lagarkova M.A. Pluripotent stem cells for modelling and cell therapy of Parkinson’s disease. Biochemistry (Moscow). 2018;83(9):1046–1056. doi: 10.1134/S0006297918090067
  2. Penney J., Ralvenius W.T., Tsai L.-H. Modeling Alzheimer’s disease with iPSC-derived brain cells. Mol. Psychiatry. 2020;25(1):148–167. doi: 10.1038/s41380-019-0468-3
  3. Schweitzer J.S., Song B., Herrington T.M. et al. Personalized iPSC-derived dopamine progenitor cells for Parkinson’s disease. N. Engl. J. Med. 2020;382(20):1926–1932. doi: 10.1056/NEJMoa1915872
  4. Wu R., Luo S., Yang H., Transplantation of neural progenitor cells generated from human urine epithelial cell-derived induced pluripotent stem cells improves neurological functions in rats with stroke. Dis. Med. 2020;29(156):53–64.
  5. Ghosh B., Zhang C., Ziemba K.S. et al. Partial reconstruction of the nigrostriatal circuit along a preformed molecular guidance pathway. Mol. Ther. Methods Clin. Dev. 2019; 14:217–227. doi: 10.1016/j.omtm.2019.06.008
  6. Kriks S., Shim J.-W., Piao J. et al. Dopamine neurons derived from human ES cells efficiently engraft in animal models of Parkinson’s disease. Nature. 2011;480(7378):547–551. doi: 10.1038/nature10648
  7. Arenas E., Denham M., Villaescusa J.C. How to make a midbrain dopaminergic neuron. Development. 2015;142(11):1918–1936. doi: 10.1242/dev.097394
  8. Engel M., Do-Ha D., Muñoz S.S., Ooi L. Common pitfalls of stem cell differentiation: a guide to improving protocols for neurodegenerative disease models and research. Cell. Mol. Life Sci. 2016;73(19):3693–3709. doi: 10.1007/s00018-016-2265-3
  9. Antonov S.A., Novosadova E.V., Kobylyansky A.G. et al. Expression and functional properties of NMDA and GABAA receptors during differentiation of human induced pluripotent stem cells into ventral mesencephalic neurons. Biochemistry (Moscow). 2019;84(3):310–320. doi: 10.1134/S0006297919030131
  10. Sefiani A., Geoffroy C.G. The potential role of inflammation in modulating endogenous hippocampal neurogenesis after spinal cord injury. Front. Neurosci. 2021;15:682259. doi: 10.3389/fnins.2021.682259
  11. Tomov N., Surchev L., Wiedenmann C. et al. Astrogliosis has different dynamics after cell transplantation and mechanical impact in the rodent model of Parkinson’s disease. Balkan Med. J. 2018;35(2):141–147. doi: 10.4274/balkanmedj.2016.1911
  12. Llorens-Bobadilla E., Zhao S., Baser A. et al. Single-cell transcriptomics reveals a population of dormant neural stem cells that become activated upon brain injury. Cell Stem Cell. 2015;17(3):329–340. doi: 10.1016/j.stem.2015.07.002
  13. Johann V., Schiefer J., Sass C. et al. Time of transplantation and cell preparation determine neural stem cell survival in a mouse model of Huntington’s disease. Exp. Brain Res. 2007;177(4):458–470. doi: 10.1007/s00221-006-0689-y
  14. Tom C.M., Younesi S., Meer E. et al. Survival of iPSC-derived grafts within the striatum of immunodeficient mice: Importance of developmental stage of both transplant and host recipient. Exp. Neurol. 2017;297:118–128. doi: 10.1016/j.expneurol.2017.07.018
  15. Kopach O. Monitoring maturation of neural stem cell grafts within a host microenvironment. World J. Stem Cells. 2019;11(11):982–989. doi: 10.4252/wjsc.v11.i11.982
  16. Holmqvist S., Lehtonen Š., Chumarina M. et al. Creation of a library of induced pluripotent stem cells from Parkinsonian patients. NPJ Parkinson Dis. 2016;2(1):16009. doi: 10.1038/npjparkd.2016.9
  17. Voronkov D.N., Stavrovskaya A.V., Guschina A.S. et al. Morphological characterization of astrocytes in a xenograft of human iPSC-derived neural precursor cells. Acta Naturae. 2022;14(3):100–108. doi: 10.32607/actanaturae.11710
  18. Paxinos G., Watson C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. 6th еd. San Diego; 2007.
  19. Krishnasamy S., Weng Y.C., Thammisetty S.S. et al. Molecular imaging of nestin in neuroinflammatory conditions reveals marked signal induction in activated microglia. J. Neuroinflammation. 2017;14(1):45. doi: 10.1186/s12974-017-0816-7
  20. Verwer R.W., Sluiter A.A., Balesar R.A. et al. Mature astrocytes in the adult human neocortex express the early neuronal marker doublecortin. Brain. 2007;130(12):3321-3335. doi: 10.1093/brain/awm264
  21. Sun W., Cornwell A., Li J. et al. SOX9 is an astrocyte-specific nuclear marker in the adult brain outside the neurogenic regions. J. Neurosci. 2017;37(17):4493–4507. doi: 10.1523/JNEUROSCI.3199-16.2017
  22. Sensenbrenner M., Lucas M., Deloulme J.-C. Expression of two neuronal markers, growth-associated protein 43 and neuron-specific enolase, in rat glial cells. J. Mol. Med. 1997;75(9):653–663. doi: 10.1007/s001090050149
  23. Harrill J.A., Chen H., Streifel K.M. et al. Ontogeny of biochemical, morphological and functional parameters of synaptogenesis in primary cultures of rat hippocampal and cortical neurons. Mol. Brain. 2015;8(1):10. doi: 10.1186/s13041-015-0099-9
  24. White R.B., Thomas M.G. Moving beyond tyrosine hydroxylase to define dopaminergic neurons for use in cell replacement therapies for Parkinson’s disease. CNS Neurol. Disord. Drug Targets. 2012;11(4):340–349. doi: 10.2174/187152712800792758

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Оценка двигательной активности крыс в тесте ОП после интранигрального введения 6-OHDA (А) и через 3 нед и 3 мес после трансплантации (В). *p < 0,05 по сравнению с контролем.

Скачать (30KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Выявление ключевых маркерных белков на разных сроках после трансплантации, ×20. А — выявление ранних маркеров нейрональных предшественников Nes и Sox9 в трансплантате (2 нед); B — активация микроглии (IBA1+), окружающей клетки трансплантата (2 нед); C — астроциты (GFAP+), формирующие глиальный вал вокруг трансплантата (2 нед); D — выявление в трансплантате наряду с SYP маркера нейрональных предшественников DCX (4 нед); E — выявление зрелых нейронов (NeuN+) в трансплантате (12 нед); F — прорастание отростков трансплантированных клеток (NSE+) в стриатум крысы (12 нед).

Скачать (230KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Количественная оценка морфологических изменений в трансплантате через 2–12 нед после введения клеток (изменения интенсивности окрашивания на основные маркерные белки). Данные представлены в виде log2 от кратности изменений (1 по оси ординат — увеличение вдвое). *p < 0,05 по сравнению с 2 нед после трансплантации.

Скачать (50KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Трансплантат через 6 мес после введения клеток. А — локализация зрелых нейронов (PGP+/MTC+) в центральной зоне трансплантата (1) и выявление глиальных клеток человека (PGP–/MTC+) в периферической зоне (2), ×10; В — нейроны человека, содержащие тирозингидроксилазу, в трансплантате (TH+/HNA+), ×40; С — зрелая астроглия человека в трансплантате (ALDH+/HNA+), ×20.

Скачать (104KB)
Метаданные

© Воронков Д.Н., Ставровская А.В., Лебедева О.С., Ли В., Ольшанский А.С., Гущина А.С., Капкаева М.Р., Богомазова А.Н., Лагарькова М.А., Иллариошкин С.Н., 2023

Creative Commons License
Эта статья доступна по лицензии Creative Commons Attribution 4.0 International License.

Согласие на обработку персональных данных

 

Используя сайт https://journals.rcsi.science, я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных») даю согласие на обработку персональных данных на этом сайте (текст Согласия) и на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика» (текст Согласия).