Specific and non-specific changes in plasmalemma lipid content induced by different types of abiotic stress

Capa

Citar

Texto integral

Acesso aberto Acesso aberto
Acesso é fechado Acesso está concedido
Acesso é fechado Somente assinantes

Resumo

Effects of different abiotic stresses (hyperosmotic, hypoosmotic, and oxidative) on the lipid profile of the plasma membrane of table beet root cells (Beta vulgaris L.) were studied. Changes in the composition of membrane lipids under different types of stress had their distinctive features. The content of such lipids as phosphatidylethanolamines, phosphatidylglycerols, monogalactosyldiacylglycerides (MGDG), pentodecanoic fatty acid, cholesterol and stigmasterol, decreased under all types of stress, while the content of digalactosyldiacylglycerides (DGDG), arachic fatty acid and β-sitosterol and the DGDG/MGDG ratio increased under all types of stress. These effects of stress can be classified as nonspecific. However, for some lipids, stress-induced changes in their content depended on the type of stress. For example, the content of sphingolipids increased significantly under hyperosmotic stress and decreased under hypoosmotic and oxidative stress. In contrast, the content of sterols increased under hypoosmotic stress and decreased under hyperosmotic stress, and the content of sterol esters increased only under oxidative stress. Changes in the composition of these lipids can be regarded as specific. Changes in the content of phosphatidic acid, phosphatidylserines, phosphatidylinositols, phosphatidylcholines, and most fatty acids, as well as in ratio of phosphatidylcholines to phosphatidylethanolamines and some other parameters can also be attributed to specific. In conclusion, this study demonstrates that different types of abiotic stress induce different changes in membrane lipid content. These results may contribute to a better understanding of adaptation mechanisms and help in the development of new strategies to improve plant stress resistance.

Sobre autores

N. Ozolina

Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, Siberian Branch of Russian Academy of Sciences

Autor responsável pela correspondência
Email: ozol@sifibr.irk.ru
Irkutsk, 664033 Russia

I. Kapustina

Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, Siberian Branch of Russian Academy of Sciences

Email: ozol@sifibr.irk.ru
Irkutsk, 664033 Russia

V. Gurina

Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, Siberian Branch of Russian Academy of Sciences

Email: ozol@sifibr.irk.ru
Irkutsk, 664033 Russia

E. Spiridonova

Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, Siberian Branch of Russian Academy of Sciences

Email: ozol@sifibr.irk.ru
Irkutsk, 664033 Russia

V. Nurminsky

Siberian Institute of Plant Physiology and Biochemistry, Siberian Branch of Russian Academy of Sciences

Email: ozol@sifibr.irk.ru
Irkutsk, 664033 Russia

Bibliografia

  1. Chaudhry S., Sidhu G. 2022. Climate change regulated abiotic stress mechanisms in plants: A comprehensive review. Plant Cell Rep. 41 (1), 1–31. https://doi.org/10.1007/s00299-021-02759-5
  2. Liu X., Ma D., Zhang Z., Wang S., Dua S., Deng X., Yin L. 2019. Plant lipid remodeling in response to abiotic stresses. Environ. Exp. Bot. 165, 174–184. https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2019.06.005
  3. Su K., Bremer D.J., Jeannotte R., Welti R., Yang C. 2009. Membrane lipid composition and heat tolerance in cool-season turfgrasses, including a hybrid bluegrass. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 134, 511–520. https://doi.org/10.21273/JASHS.134.5.511
  4. Narayanan S., Tamura P.J., Roth M.R., Vara Prasad P.V., Welti R. 2015. Wheat leaf lipid composition during heat stress: I. High day and night temperatures result in major lipid alterations. Plant Cell Environ. 39 (4), 787–803. https://doi.org/10.1111/pce.12649
  5. Чудинова Л.А., Орлова Н.В. 2006. Физиолоия устойчивости растений: учебное пособие. Пермь: Изд-во Перм. гос. ун-та. 124 с.
  6. Пятыгин С.С. 2008. Стресс у растений: физиологический подход. Журн. общ. биол. 69 (4), 294–298.
  7. Larsson C., Widell S., Kjellbon P. 1987. Preparation of high-purity plasma membranes. Methods Enzymol. 14, 558–568. https://doi.org/10.1016/0076-6879(87)48054-3
  8. Ozolina N.V., Kapustina I.S., Gurina V.V., Bobkova V.A., Nurminsky V.N. 2021. Role of plasmalemma microdomains (rafts) in protection of the plant cell under osmotic stress. J. Membr. Biol. 254 (4), 429–439. https://doi.org/10.1007/s00232-021-00194-x
  9. Ozolina N.V., Gurina V.V., Nesterkina I.S., Nurminsky V.N. 2020. Variations in the content of tonoplast lipids under abiotic stress. Planta. 251, 107. https://doi.org/10.1007/s00425-020-03399-x
  10. Folch J., Lees M., Sloane Stanley G.H. 1957. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. J. Biol. Chem. 226, 497–509. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)64849-5
  11. Ozolina N.V., Kapustina I.S., Gurina V.V., Spiridonova E.V., Nurminsky V.N. 2024. Influence of oxidative stress upon the lipid composition of raft structures of the vacuolar membrane. Rus. J. Plant Phys. 71, 29. https://doi.org/10.1134/S102144372460449X
  12. Jouhet J. 2013. Importance of the hexagonal lipid phase in biological membrane organization. Front. Plant Sci. 4, 494. https://doi.org/10.3389/fpls.201300494
  13. Rawata N., Singla-Pareek S.L., Pareek A. 2021. Membrane dynamics during individual and combined abiotic stresses in plants and tools to study the same. Physiol. Plant. 171, 653–676. https://doi.org/10.1111/ppl.13217
  14. Wang X. 2004. Lipid signaling. Curr. Opin. Plant Biol. 7, 329–336. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2004.03.012
  15. Wu J, Seliskar D.M., Gallagher J.L. 2005. The response of plasma membrane lipid composition in callus of the halophyte Spartina patens (Poaceae) to salinity stress. Am. J. Bot. 92, 852–858. https://doi.org/10.3732/ajb.92.5.852
  16. Yeagle P.L. 1989. Lipid regulation of cell membrane structure and function. FASEB J. 3, 1833–1842.
  17. Attard G.S., Templer R.H., Smith W.S., Hunt A.N., Jackowski S. 2000. Modulation of CTP: Phosphocholine cytidylyltransferase by membrane curvature elastic stress. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 97, 9032–9036.
  18. Latowski D., Akerlund H.E., Strzalka K. 2004. Violaxanthin de-epoxidase, the xanthophylls cycle enzyme, required lipid inverted hexagonal structures for its activity. Biochemistry. 43, 4417–4420.
  19. Vogler O., Casas J., Capo D., Nagy T., Borchert G., Martorell G., Escriba P.V. 2004. The Gbetagamma dimer drives the interaction of heterotrimeric Gi proteins with nonlamellar membrane structures. J. Biol. Chem. 279, 36540–36545.
  20. Tenchov B., Koynova R. 2012. Cubic phases in membrane lipids. Eur. Biophys. J. 41, 841–850.
  21. Almsherqi Z.A., Kohlwein S.D., Deng Y. 2006. Cubic membranes: A legend beyond the Flatland of cell membrane organization. J. Cell Biol. 19, 839–844.
  22. De Kruijff B. 1997. Lipid polimorfism and biomembrane function. Opin. Chem. Biol. 1. 564–569.
  23. Wu S., Hu C., Yang X., Tan Q., Yao S., Zhou Y., Wang X., Sun X. 2020. Molybdenum induces alterations in the glycerolipidome that confer drought tolerance in wheat. J. Exp. Bot. 71 (16), 5074–5086. https://doi.org/10.1093/jxb/eraa215
  24. Okazaki Y., Saito K. 2014. Roles of lipids as signaling molecules and mitigators during stress response in plants. Plant J. 79 (4), 584–596. https://doi.org/10.1111/tpj.12556
  25. Zhou Y., Pan X., Qu H., Underhill S.J. 2014. Low temperature alters plasma membrane lipid composition and ATPase activity of pineapple fruit during blackheart development. J. Bioenerg. Biomembr. 46, 59–69. https://doi.org/10.1007/s10863-013-9538-4
  26. Xue H.-W., Chen X., Mei Y. 2009. Function and regulation of phospholipid signaling in plants. Biochem. J. 421, 145–156. https://doi.org/10.1042/BJ20090300
  27. Berridge M.J., Irvine R.F. 1984. Inositol trisphosphate, a novel second messenger in cellular signal transduction. Nature. 312 (5992), 315.
  28. Omoto E., Iwasaki Y., Miyaki H., Taniguchi M. 2016. Salinity induces membrane structure and lipid changes in maize mesophyll and bundle sheath chloroplasts. Physiol. Plant. 157 (1), 13–23. https://doi.org/10.1111/ppl.12404
  29. Валитова Ю.Н., Сулкарнаева Ф.Г., Минибаева Ф.В. 2016. Растительные стерины: многообразие, биосинтез, физиологические функции. Биохимия. 81 (8), 1050–1068. https://doi.org/10.1134/S0006297916080046
  30. Kumar M.S., Ali K., Dahuia A., Tyagi A. 2015. Role of phytosterols in drought stress tolerance in rice. Plant Phys. Biochem. 96, 83–89.
  31. Los D.A., Mironov K.S., Allakhverdiev S.I. 2013. Regulatory role of membrane fluidity in gene expression and physiological functions. Photosynth. Res. 343, 489–509.
  32. Hidayathulla S., Shahat A.A., Ahamad S.R., Moqbil A.N., Alsaid M.S., Divakar D.D. 2018. GC/MS analysis and characterization of 2-hexadecen-1-ol and beta sitosterol from Schimpera Arabica extract for its bioactive potential as antioxidant and antimicrobial. J. Appl. Microbiol. 124,1082–1091. https://doi.org/10.1111/jam.13704
  33. Жигачева И.В., Бурлакова Е.Б., Мишарина Т.А., Теренина М.Б., Крикунова Н.И., Генерозова И.П., Шугаев А.Г., Фаттахов С.Г. 2013. Жирнокислотный состав липидов мембран и энергетика митохондрий проростков гороха в условиях дефицита воды. Физиол. раст. 60 (2), 205–213. https://doi.org/10.1134/S1607672911020104
  34. Badea C., Basu S.K. 2009. Effect of low temperature on metabolism of membrane lipids in plants and associated gene expression. Plant OMICS. 2 (2), 78–84. https://www.pomics.com/Saikat_2_2_2009_78_84.pdf
  35. Gigon A., Matos A.-R., Laffray D., Zuily-Fodil Y., Pham-Thi A.-T. 2004. Effect of drought on lipid metabolism in the leaves of Arabidopsis thaliana (Ecotype Columbia). Ann. Bot. 94 (3), 345–351. https://doi.org/10.1093/aob/mch150

Arquivos suplementares

Arquivos suplementares
Ação
1. JATS XML

Declaração de direitos autorais © Russian Academy of Sciences, 2025

Согласие на обработку персональных данных с помощью сервиса «Яндекс.Метрика»

1. Я (далее – «Пользователь» или «Субъект персональных данных»), осуществляя использование сайта https://journals.rcsi.science/ (далее – «Сайт»), подтверждая свою полную дееспособность даю согласие на обработку персональных данных с использованием средств автоматизации Оператору - федеральному государственному бюджетному учреждению «Российский центр научной информации» (РЦНИ), далее – «Оператор», расположенному по адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А, со следующими условиями.

2. Категории обрабатываемых данных: файлы «cookies» (куки-файлы). Файлы «cookie» – это небольшой текстовый файл, который веб-сервер может хранить в браузере Пользователя. Данные файлы веб-сервер загружает на устройство Пользователя при посещении им Сайта. При каждом следующем посещении Пользователем Сайта «cookie» файлы отправляются на Сайт Оператора. Данные файлы позволяют Сайту распознавать устройство Пользователя. Содержимое такого файла может как относиться, так и не относиться к персональным данным, в зависимости от того, содержит ли такой файл персональные данные или содержит обезличенные технические данные.

3. Цель обработки персональных данных: анализ пользовательской активности с помощью сервиса «Яндекс.Метрика».

4. Категории субъектов персональных данных: все Пользователи Сайта, которые дали согласие на обработку файлов «cookie».

5. Способы обработки: сбор, запись, систематизация, накопление, хранение, уточнение (обновление, изменение), извлечение, использование, передача (доступ, предоставление), блокирование, удаление, уничтожение персональных данных.

6. Срок обработки и хранения: до получения от Субъекта персональных данных требования о прекращении обработки/отзыва согласия.

7. Способ отзыва: заявление об отзыве в письменном виде путём его направления на адрес электронной почты Оператора: info@rcsi.science или путем письменного обращения по юридическому адресу: 119991, г. Москва, Ленинский просп., д.32А

8. Субъект персональных данных вправе запретить своему оборудованию прием этих данных или ограничить прием этих данных. При отказе от получения таких данных или при ограничении приема данных некоторые функции Сайта могут работать некорректно. Субъект персональных данных обязуется сам настроить свое оборудование таким способом, чтобы оно обеспечивало адекватный его желаниям режим работы и уровень защиты данных файлов «cookie», Оператор не предоставляет технологических и правовых консультаций на темы подобного характера.

9. Порядок уничтожения персональных данных при достижении цели их обработки или при наступлении иных законных оснований определяется Оператором в соответствии с законодательством Российской Федерации.

10. Я согласен/согласна квалифицировать в качестве своей простой электронной подписи под настоящим Согласием и под Политикой обработки персональных данных выполнение мною следующего действия на сайте: https://journals.rcsi.science/ нажатие мною на интерфейсе с текстом: «Сайт использует сервис «Яндекс.Метрика» (который использует файлы «cookie») на элемент с текстом «Принять и продолжить».